Publications
Postępy Mikrobiologii - Advancements of Microbiology
Polish Society of Microbiologists
Subject: Microbiology
ISSN: 0079-4252
eISSN: 2545-3149
SEARCH WITHIN CONTENT
ANTIVIRAL DISINFECTION IN THE MEDICAL AREA
Keywords : disinfection, viruses, virucidal activity testing
Citation Information : Postępy Mikrobiologii - Advancements of Microbiology. Volume 58, Issue 1, Pages 101-110, DOI: https://doi.org/10.21307/PM-2019.58.1.101
License : (CC-BY-4.0)
Received Date : June-2018 / Accepted: January-2019 / Published Online: 15-October-2019
- ARTICLE
- FIGURES & TABLES
- REFERENCES
- EXTRA FILES
- COMMENTS
ARTICLE
ABSTRACT
Hospital-acquired infections (HAIs) are a serious public health problem. This problem affects hundreds of millions of people every year, leading to many serious health complications. Disinfection is an important element in the prevention and control of viral infections, which is the basis of sanitation and hygiene processes in medical facilities such as hospitals, outpatient clinics, dental offices, etc. The disinfection is a complex process, the efficacy of which is influenced by many factors. The disinfectant, apart from the fact that it requires competent and proper use, also has to meet certain criteria, including the wide range of biocidal activity confirmed by well-known and well-designed research methods.
1. Introduction. 2. Disinfection. 3. The effectiveness of the disinfection process. 4. Requirements for disinfectants. 5. Testing of virucidal activity of disinfectants. 6. Antiviral disinfection – practical aspects
Translated1. Wprowadzenie. 2. Dezynfekcja. 3. Skuteczność procesu dezynfekcji. 4. Wymagania stawiane środkom dezynfekcyjnym. 5. Badanie aktywności wirusobójczej środków dezynfekcyjnych. 6. Dezynfekcja przeciwwirusowa – aspekty praktyczne
Graphical ABSTRACT
1. Wprowadzenie
Zakażenia nabywane w czasie pobytu w szpitalu lub związane z opieką medyczną (HAI – Hospital Acquired Infections; health care-associated infections) są poważnym problemem zdrowia publicznego. Problem ten corocznie dotyka setki milionów ludzi na całym świecie, prowadząc w wielu przypadkach do poważnych komplikacji zdrowotnych, a nawet śmierci, przedłuża pobyt w szpitalu i tym samym generuje wysokie koszty. Zakażenia te dotyczą nie tylko, choć w przeważającej części, pacjentów, ale i pracowników służby zdrowia. W krajach rozwiniętych problem zakażeń szpitalnych dotyczy 5–15% pacjentów, przy czym istotne jest, że w większości przypadków są to zakażenia, których można by było uniknąć lub im zapobiec [9, 55].
Wśród potencjalnych źródeł tego typu zakażeń (w tym zakażeń wirusowych) najczęściej wymienia się często dotykane powierzchnie środowiskowe (HTS – High Touch Surfaces, np. półki, meble, zasłony, pościel, ubrania, komputery, telefony) oraz wszystkie elementy sprzętu medycznego, z których transmisja patogenów może odbywać się poprzez bezpośredni kontakt pacjenta z powierzchnią lub pośrednio przez ręce lub rękawiczki ochronne personelu medycznego [9, 20, 50]. Dla przykładu wiele patogenów wirusowych jest zdolnych do przeżycia na rękach czy rękawiczkach od 2 minut do godziny [32], a po zasiedleniu danej powierzchni wirusy mogą pozostać w środowisku przez długi okres czasu [42]. Przy optymalnych warunkach pH, temperatury i wilgotności, niektóre z wirusów mogą pozostać zakaźne na powierzchni nawet przez dłuższy czas [17, 53]. Do patogenów wirusowych, które mogą zanieczyszczać powierzchnie środowiskowe należą m.in. koronawirusy, rotawirusy oraz norowirusy. Badania wykazały, że norowirusy charakteryzują się zdolnością do zachowania wirulencji na powierzchniach przez długi okres czasu [1, 9, 51, 52] i często są przenoszone z zanieczyszczonych powierzchni na opuszki palców, a następnie na kolejne powierzchnie takie jak pokrywy toalet, klamki, telefony [2]. Transmisja patogenów z zanieczyszczonych powierzchni jest uzależniona od czasu trwania i częstości kontaktu, zdolności patogenu do przeżycia na powierzchni i jego oporności na działanie dezynfektantów.
Źródłem zakażenia mogą być też powierzchnie narzędzi i sprzętów medycznych (takich jak, np. endoskopy i stetoskopy, narzędzia stomatologiczne, itd. gdzie dochodzi do kontaktu z błonami śluzowymi, śliną czy krwią pacjenta), dlatego sterylizacja i odkażanie narzędzi oraz sprzętu medycznego odgrywa ważną rolę w zapobieganiu HAI [23]. Najczęstszymi zakażeniami szpitalnymi, które mogą być skutkiem nieodpowiednich procedur sterylizacji i odkażania narzędzi oraz sprzętu medycznego są m.in. różnego rodzaju zakażenia związane z zabiegami chirurgicznymi, z użyciem cewnika moczowego, respiratora, jak również zakażenia HBV, HCV, HIV [18, 55].
Wzrost świadomości na temat rozprzestrzeniania się oporności na środki biobójcze wśród patogenów sprawia, że coraz więcej uwagi zaczyna się poświęcać działaniom praktycznym związanym ze skuteczną dekontaminacją środków ochrony osobistej zanieczyszczonych drobnoustrojami patogennymi [24, 26, 55], przestrzeganiu odpowiedniej higieny rąk, która jest kluczowym elementem strategii zapobiegania zakażeniom związanym z opieką zdrowotną [31, 54] oraz inwestuje w środki na rzecz wzmocnienia infrastruktury, które mają pomóc w zapobieganiu i kontroli zakażeń.
2. Dezynfekcja
Dezynfekcja jest ważnym elementem w profilaktyce i zwalczaniu zakażeń m.in. wirusowych, który stanowi podstawę zabiegów sanitarnych oraz procesów utrzymania higieny w placówkach medycznych, takich jak szpitale, przychodnie, gabinety stomatologiczne, itd. [7, 41]. Według „Wielkiego Słownika Medycznego” [25] dezynfekcja to niszczenie w środowisku zewnętrznym zarazków chorobotwórczych za pomocą środków chemicznych lub czynników fizycznych. Nowsza definicja podawana przez Centers for Disease Control and Prevention (CDC) mówi, iż dezynfekcja to proces, który eliminuje większość lub wszystkie drobnoustroje chorobotwórcze, z wyłączeniem spor bakteryjnych, na obiektach nieożywionych w celu zapobiegania zakażeniu [40]. W placówkach opieki medycznej dezynfekcja jest prowadzona przy użyciu metod chemicznych lub fizycznych. Zatem głównym celem dezynfekcji jest eliminacja lub redukcja drobnoustrojów do takiego poziomu, że zdezynfekowany obiekt nie może być dłużej źródłem zakażenia. Ze względu na czas, w którym jest prowadzona dezynfekcja, może ona mieć charakter: 1) bieżący, gdy podejmowana jest w ogniskach zakażenia, np. bezpośrednio w otoczeniu osoby chorej/nosiciela oraz w środowisku osób chorych/nosicieli w celu zabicia zarazków chorobotwórczych w wydalinach i wydzielinach lub 2) końcowy, gdy przeprowadzana jest w otoczeniu osoby zakaźnie chorej po usunięciu jej z pomieszczenia albo po zakończeniu choroby i okresu zakaźności [40].
Biorąc pod uwagę zakres działania, procesy dezynfekcji możemy podzielić na [39, 40]:
– Wysokiego poziomu – inaktywowane są wszystkie drobnoustroje, z wyłączeniem dużej liczby spor bakteryjnych.
– Średniego poziomu – niszczone są formy wegetatywne bakterii, prątki, większość wirusów i grzybów, ale nie spory bakteryjne.
– Niskiego poziomu – niszczone są formy wegetatywne bakterii, niektóre wirusy i grzyby, ale nie prątki i spory bakteryjne.
Przykładowo: dezynfekcja wysokiego poziomu obowiązuje przy odkażaniu wszystkich narzędzi, sprzętu medycznego i przedmiotów, które podczas zabiegów naruszają lub mogą naruszać tkanki miękkie i tkankę kostną; mają kontakt z jamami ciała, z uszkodzonymi i nieuszkodzonymi błonami śluzowymi oraz uszkodzoną skórą i ranami. Natomiast dezynfekcja niskiego poziomu dotyczy np. przedmiotów i narzędzi, które wchodzą w kontakt z nieuszkodzoną skórą [39, 40].
Proces dezynfekcji może być przeprowadzany różnymi metodami:
– Dezynfekcja metodami fizycznymi: 1) termiczna, przebiegająca z wykorzystaniem wody, pary wodnej lub suchego powietrza o wysokiej temperaturze oraz 2) nietermiczna, np. filtracja [27] lub promieniowanie ultrafioletowe (UV) stosowane głównie do dezynfekcji powietrza, wody i przede wszystkim nieosłoniętych powierzchni. Skuteczność promieniowania ultrafioletowego (UVC) do dezynfekcji powierzchni zanieczyszczonych wirusami potwierdziły m.in. badania prowadzone z MERS-CoV [3]. Opisano również proces fizycznej dezynfekcji z wykorzystaniem promieniowania UV w badaniach z wirusem adeno i kocim kaliciwirusem będącym modelem w badaniach nad kontaminacją norowirusami [14, 37, 49]. Dezynfekcja wykorzystująca promieniowanie ultrafioletowe o długości fali 253,7 nm jest ważną techniką inaktywacji dsDNA i ssRNA wirusów w wodzie [5].
– Dezynfekcja termiczno-chemiczna, która jest połączeniem działania środka chemicznego oraz podwyższonej temperatury (najczęściej w zakresie 50–70°C). Służy np. do dezynfekcji tekstyliów, sprzętu wrażliwego na wysoką temperaturę, dezynfekcji narzędzi stomatologicznych [19, 46].
– Dezynfekcja chemiczna, polega na zastosowaniu szerokiej gamy związków chemicznych o różnych właściwościach. W obszarze medycznym środki dezynfekcyjne mają charakter jednoskładnikowy lub zawierają wiele składników połączonych w różnych kombinacjach. Do najczęściej stosowanych substancji aktywnych należą: alkohole, chlor i jego związki, formaldehyd, aldehyd glutarowy, nadtlenek wodoru, jodofory, kwas nadoctowy, fenole, czwartorzędowe związki amoniowe (Tabela I). Celem użycia środków chemicznych jest przede wszystkim dezynfekcja powierzchni, narzędzi i rąk. W przypadku całych pomieszczeń np. szpitalnych może być wykorzystywana dezynfekcja fumigacyjna, czyli zamgławianie pomieszczeń mgłą mikrozolową, która zawiera chemiczny środek dezynfekcyjny lub dezynfekcja poprzez ozonowanie. Stosowanie chemicznych środków dezynfekcyjnych do dekontaminacji urządzeń medycznych oraz ukierunkowanej dezynfekcji powierzchni środowiskowych ma ogromne znaczenie dla ograniczania transmisji patogenów oraz kontroli zakażeń związanych z opieką zdrowotną [47].
3. Skuteczność procesu dezynfekcji
Proces dezynfekcji jest złożonym procesem, na skuteczność którego ma wpływ wiele czynników [40, 55]:
– Zróżnicowana wrażliwość drobnoustrojów (Ryc. 1). Pod tym względem wirusy zostały sklasyfikowane w 3 grupach w oparciu o ich strukturę i lipofilność: 1. wirusy osłonkowe – bardzo wrażliwe na środki dezynfekcyjne; 2. duże wirusy bezosłonkowe – charakteryzujące się średnią wrażliwością na dezynfektanty oraz 3. małe wirusy bezosłonkowe – o wysokiej oporności na procesy dezynfekcji [28].
– Liczba drobnoustrojów w dezynfekowanym obszarze. Im większa jest liczba zakaźnych cząstek tym więcej czasu potrzebuje środek dezynfekcyjny do ich inaktywacji, przy stałej wartości innych czynników (stężenie preparatu, temperatura, pH, itd.).
– Dostępność do skażonych powierzchni. Złożone urządzenia medyczne, jak również narzędzia posiadające szczeliny, kanaliki, liczne połączenia są dużo trudniejsze do dezynfekcji niż urządzenia o płaskich powierzchniach.
– Skład produktu (wzajemne oddziaływania składników) i jego stabilność (niektóre z środków dezynfekcyjnych mogą być niestabilne w „stężeniu roboczym” i mogą być w tej formie przechowywane i używane tylko przez ściśle określony czas).
– Stężenie środka dezynfekcyjnego, które jest konieczne do osiągnięcia spodziewanego działania biobójczego.
– Warunki w których zachodzi proces dezynfekcji (temperatura, pH, względna wilgotność, twardość wody). Aktywność większości (są wyjątki) środków dezynfekcyjnych wzrasta wraz ze wzrostem temperatury. Z drugiej strony, zbyt wysoka temperatura może powodować rozkład środka dezynfekcyjnego i osłabienie jego aktywności. Wzrost pH środowiska, w którym zachodzi dezynfekcja, poprawia aktywność niektórych preparatów jak aldehyd glutarowy i czwartorzędowe związki amoniowe, ale obniża aktywność fenoli, podchlorynów i jodu. Względna wilgotność ma wpływ na aktywność środków gazowych, a zbyt duża twardość wody może obniżać skuteczność niektórych związków.
– Obecność biofilmu na dezynfekowanej powierzchni, który może chronić drobnoustroje przed działaniem środka dezynfekcyjnego.
– Obecność organicznych i nieorganicznych zanieczyszczeń. Substancje organiczne (w postaci surowicy, krwi, ropy, kału, śluzu, itp.) mogą obniżać aktywność środka dezynfekcyjnego poprzez tworzenie z nim kompleksów o niższej/braku skuteczności lub mogą chronić drobnoustroje przed działaniem środka dezynfekcyjnego tworząc barierę (osłonę) fizyczną. Substancje nieorganiczne mogą chronić drobnoustroje przez np. zamknięcie ich w kryształach soli.
– Czas kontaktu patogenu ze środkiem dezynfekcyjnym, czyli czas, w którym środek dezynfekcyjny jest w bezpośrednim kontakcie z dezynfekowanym obiektem. W przypadku dezynfekcji powierzchni rzeczywisty czas kontaktu to okres od momentu aplikacji na nią środka do momentu całkowitego jego wysuszenia. Dobór odpowiedniego czasu kontaktu jest niezwykle istotny w przypadku dezynfekcji wyrobów medycznych, przede wszystkim narzędzi, o złożonej budowie, w przypadku których wypełnienie wszystkich wewnętrznych kanałów wymaga czasu. Ma tu znaczenie całkowite zanurzenie narzędzi w środku dezynfekcyjnym oraz brak wytworzenia się kieszeni powietrznych. Narzędzia, które w trakcie procesu unoszą się na powierzchni środka nie są prawidłowo dezynfekowane.
Ryc. 1.
Wrażliwość/oporność drobnoustrojów i prionów na dezynfekcję
Objaśnienia: (1) – Wirusy osłonkowe, np. wirus grypy ptasiej H5N1, HBV, HCV, HIV, SARS-CoV, wirus Ebola, (2) – Duże wirusy bezosłonkowe, np. Adenowirusy, Papillomawirusy, Rotawirusy, (3) – Małe wirusy bezosłonkowe, np. Enterowirus 71, Norowirus, Poliowirus, Parwowirus B191, na podstawie: [21, 40, 43].
4. Wymagania stawiane środkom dezynfekcyjnym
Środek dezynfekcyjny poza tym, że wymaga odpowiedniego stosowania musi też spełniać określone kryteria [40, 41], z których przede wszystkim należy wymienić:
– Szybkość działania, czyli skuteczność w krótkim czasie kontaktu.
– Trwałość, czyli stabilność zarówno w formie stężonej – koncentrat, jak i w formie rozcieńczonej, przeznaczonej do użycia.
– Nie uleganie wpływom czynników środowiskowych, co oznacza zachowanie aktywności np. w obecności obciążenia organicznego jak krew, plwocina, kał.
– Brak toksyczności – nie powinien posiadać właściwości drażniących i wywoływać reakcji alergicznych (zwłaszcza astmy i zapalenia skóry) oraz wskazane jest, aby posiadał akceptowalny dla użytkownika zapach.
– „Kompatybilność” materiałowa co oznacza, że nie powoduje korozji narzędzi i powierzchni, pogorszenia stanu tkanin, gumy, tworzyw sztucznych i innych materiałów.
– Niepalność – powinien mieć temperaturę zapłonu powyżej 150°F (ok. 65oC).
– Brak negatywnego wpływu na środowisko (ekologiczny).
– Łatwość stosowania (czytelne instrukcje na etykiecie) i w miarę możliwości dostępność w wielu postaciach, np. nasączone chusteczki, spray.
– Szerokie spektrum działania uwzględniające bakterie, w tym prątki, wirusy, grzyby.
5. Badanie aktywności wirusobójczej środków dezynfekcyjnych
Ponieważ środki dezynfekcyjne odgrywają istotną rolę w przerwaniu łańcucha zakażenia wirusowego w czasie opieki nad pacjentem w szpitalu, czy podczas rutynowej praktyki lekarskiej, powinny one posiadać odpowiednią aktywność wirusobójczą potwierdzoną przy pomocy uznanych i dobrze zaprojektowanych metod badawczych [48]. Błędne określenie aktywności środka dezynfekcyjnego może prowadzić do stosowania produktu o nieodpowiednich parametrach (stężenie, czas kontaktu) i w konsekwencji do braku eliminacji wirusów w dezynfekowanym obszarze. Dlatego metodyka określania aktywności wirusobójczej, podobnie jak bakteriobójczej i grzybobójczej, produktów przeznaczonych do użycia w różnych obszarach (medycznym, weterynaryjnym, spożywczym, przemysłowym) została opisana w normach obowiązujących w UE. Metodykę badania działania wirusobójczego produktów stosowanych w obszarze medycznym opisuje obowiązująca aktualnie (lipiec 2018) norma PN-EN 14476:2013 + A1:2015 „Chemiczne środki dezynfekcyjne i antyseptyczne – Ilościowa zawiesinowa metoda określania wirusobójczego działania w obszarze medycznym – Metoda badania i wymagania (Faza 2/Etap 1)” [33]. W niniejszej Normie Europejskiej opisano metodę zawiesinową do ustalania, czy chemiczny środek dezynfekcyjny lub antyseptyczny ma działanie wirusobójcze w obszarze i sytuacjach opisanych w zakresie normy. Norma PN-EN 14476 stosuje się do produktów używanych w obszarze medycznym, w sytuacjach, w których dezynfekcja jest wskazana ze względów medycznych: 1) w czasie opieki nad pacjentem w szpitalach, zakładach opieki medycznej, gabinetach dentystycznych, przychodniach szkolnych, żłobkach, przedszkolach, domach opieki; 2) w miejscu pracy i w domu; 3) może również dotyczyć zakładów usługowych, takich jak pralnie i kuchnie, które dostarczają produkty bezpośrednio do pacjenta.
Minimalne i dodatkowe warunki badania, stosowane obligatoryjne modele wirusowe oraz wytyczne dotyczące parametrów badania stosowane w metodyce opisanej w normie przedstawiono w Tabeli II. Zasadą badania jest określenie zdolności produktu do inaktywacji wirusa na podstawie spadku jego miana zakaźnego. Jako kryterium wirusobójczego działania badanego produktu wobec danego wirusa przyjmuje się spadek jego miana zakaźnego o co najmniej 4 log co jest równoznaczne z utratą zakaźności wirusa na poziomie 99,99%.
6. Dezynfekcja przeciwwirusowa – aspekty praktyczne
Stosując środki dezynfekcyjne w obszarze medycznym należy pamiętać o tym, że:
– W większości przypadków dany środek dezynfekcyjny jest zaprojektowany do stosowania w określony sposób i w ściśle określonym celu. Środki dezynfekcyjne nie są produktami uniwersalnymi przeznaczonymi do każdego zastosowania.
– Przy przygotowywaniu produktu do dezynfekcji należy bezwzględnie przestrzegać instrukcji producenta, ponieważ przygotowanie zbyt niskiego stężenia lub zastosowanie zbyt krótkiego czasu kontaktu może prowadzić do nieskutecznej dezynfekcji, a zbyt wysokie stężenie może uszkadzać dezynfekowane powierzchnie i narzędzia lub negatywnie wpływać na personel.
– Środki dezynfekcyjne stosowane w obszarze medycznym, zgodnie z obowiązującym w Polsce prawem, mogą należeć do różnych kategorii [11]: produkt biobójczy, czyli substancja czynna lub produkt zawierający co najmniej jedną substancję czynną; wyrób medyczny; produkt leczniczy lub kosmetyk.
Przykłady badania aktywności przeciwwirusowej niektórych związków chemicznych przedstawiono w Tabeli III.
References
-
Allegranzi B., Pittet D.: Role of hand hygiene in healthcare-associated infection prevention. J. Hosp. Infect. 73, 305–315 (2009)[CROSSREF]
-
Barker J., Vipond I.B., Bloomfield S.F.: Effects of cleaning and disinfection in reducing the spread of norovirus contamination via environmental surfaces. J. Hosp. Infect. 58, 42–49 (2004)[CROSSREF]
-
Bedell K., Buchaklian A.H., Perlman S.: Efficacy of an automated multiple emitter whole-room ultraviolet-C disinfection system against coronaviruses MHV and MERS-CoV. Infect. Control. Hosp. Epidemiol. 37, 598–599 (2016)[CROSSREF]
-
Belliot G., Lavaux A., Souihel D., Agnello D., Pothier P.: Use of murine norovirus as a surrogate to evaluate resistance of human norovirus to disinfectants. Appl. Environ. Microbiol. 74, 3315–3318 (2008)[CROSSREF]
-
Calgua B., Carratalà A., Guerrero-Latorre L., de Abreu Corrêa A., Kohn T., Sommer R., Girones R.: UVC inactivation of dsDNA and ssRNA viruses in water: UV fluences and a qPCR-based approach to evaluate decay on viral infectivity. Food Environ. Virol. 6, 260–268 (2014)[CROSSREF]
-
Chang S.C., Li W.C., Huang K.Y., Huang Y.C., Chiu C.H., Chen C.J., Hsieh Y.C., Kuo C.Y., Shih S.R., Lin T.Y.: Efficacy of alcohols and alcohol-based hand disinfectants against human enterovirus 71. J. Hosp. Infect. 83, 288–293 (2013)[CROSSREF]
-
Ciesek S., Friesland M., Steinmann J., Becker B., Wedemeyer H., Manns M.P., Steinmann J., Pietschmann T., Steinmann E.: How stable is the hepatitis C virus (HCV)? Environmental stability of HCV and its susceptibility to chemical biocides. J. Infect. Dis. 201, 1859–1866 (2010)[PUBMED] [CROSSREF]
-
Cobrado L., Silva-Dias A., Azevedo M.M., Rodrigues A.G.: High-touch surfaces: microbial neighbours at hand. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 36, 2053–2062 (2017)[PUBMED] [CROSSREF]
-
Cook B.W.M., Cutts T.A., Nikiforuk A.M., Poliquin P.G., Court D.A., Strong J.E., Theriault S.S.: Evaluating environmental persistence and disinfection of the Ebola virus Makona variant. Viruses, 7, 1975–1986 (2015)[CROSSREF]
-
Dalkowski P.: Dezynfekcja w medycynie – problemy prawne dawniej i dziś. Forum Zakażeń, 2015, 6, 65–68 (2015)[CROSSREF]
-
Doerrbecker J., Friesland M., Ciesek S., Erichsen T.J., Mateu-Gelabert P., Steinmann J., Steinmann J., Pietschmann T., Steinmann E.: Inactivation and survival of hepatitis C virus on inanimate surfaces. J. Infect. Dis. 204, 1830–1838 (2011)[CROSSREF]
-
Eggers M., Eickmann M., Kowalski K., Zorn J., Reimer K.: Povidone-iodine hand wash and hand rub products demonstrated excellent in vitro virucidal efficacy against Ebola virus and modified vaccinia virus Ankara, the new European test virus for enveloped viruses. BMC Infect. Dis. 15, 375 (2015)[CROSSREF]
-
Eischeid A.C., Meyer J.N., Linden K.G.: UV disinfection of adenoviruses: molecular indications of DNA damage efficiency. Appl. Environ. Microbiol. 75, 23–28 (2009)[CROSSREF]
-
Eterpi M., McDonnell G., Thomas V.: Disinfection efficacy against parvoviruses compared with reference viruses. J. Hosp. Infect. 73, 64–70 (2009)[CROSSREF]
-
Fendler E, Groziak P.: Efficacy of alcohol-based hand sanitizers against fungi and viruses. Infect. Control. Hosp. Epidemiol. 23, 61–62 (2002)[CROSSREF]
-
Firquet S., Beaujard S., Lobert P-E., Sané F., Caloone D., Izard D., Hober D.: Survival of enveloped and non-enveloped viruses on inanimate surfaces. Microbes Environ. 30, 140–144 (2015)[PUBMED] [CROSSREF]
-
Ganavadiya R., Chandra Shekar B.R., Saxena V., Tomar P., Gupta R., Khandelwal G.: Disinfecting efficacy of three chemical disinfectants on contaminated diagnostic instruments: A randomized trial. Basic Clin. Pharma. 5, 98–104 (2014)[CROSSREF]
-
Gerhardts A., Mucha H., Höfer D.: Testing linen disinfection procedures in practice with phage-charged-bioindicators. Int. J. Health Care Qual. Assur. 25, 519–531 (2012)[PUBMED] [CROSSREF]
-
Han J.H., Sullivan N., Leas B.F., Pegues D.A., Kaczmarek J.L., Umscheid C.A.: Cleaning hospital room surfaces to prevent health care-associated infections: a technical brief. Ann. Intern. Med. 163, 598–607 (2015)[PUBMED] [CROSSREF]
-
Ijaz M.K., Rubino J.: Should test methods for disinfectants use vertebrate viruses dried on carriers to advance virucidal claims? Infect. Control Hosp. Epidemiol. 2, 192–194 (2008)[CROSSREF]
-
Jeong E.K., Sung H.M., Kim I.S.: Inactivation and removal of influenza A virus H1N1 during the manufacture of plasma derivatives. Biologicals, 3, 652–657 (2010)[CROSSREF]
-
Karnik P.P., Dave N.M., Nataraj G., Gupta R., Garasia M.: Comparison of efficacy and cost-effectiveness of 0.55% ortho-phthalaldehyde and 2% glutaraldehyde for disinfection of laryngoscopes: A prospective pilot study. Indian J. Anaesth. 61, 490–493 (2017)[CROSSREF]
-
Kingston LM, Slevin BL, O’Connell NH, Dunne C.P.: Attitudes and practices of Irish hospital-based physicians towards hand hygiene and hand rubbing using alcohol-based hand rub: a comparison between 2007 and 2015. J. Hosp. Infect. 97, 17–25 (2017)[CROSSREF]
-
Lemmer K., Howaldt S., Heinrich R., Roder A., Pauli G., Dorner B.G., Pauly D., Mielke M., Schwebke I., Grunow R.: Test methods for estimating the efficacy of the fast-acting disinfectant peracetic acid on surfaces of personal protective equipment. J. Appl. Microbiol. 123, 1168–1183 (2017)[CROSSREF]
-
Lu R., Zhang C., Piatkovsky M., Ulbricht M., Herzberg M., Nguyen T.H.: Improvement of virus removal using ultrafiltration membranes modified with grafted zwitterionic polymer hydrogels. Water Res. 116, 86–94 (2017)[CROSSREF]
-
McDonnell G., Burke P.: Disinfection: is it time to reconsider Spaulding? J. Hosp. Infect. 78, 163–170 (2011)[PUBMED] [CROSSREF]
-
Müller J.A., Harms M., Schubert A., Jansen S., Michel D., Mertens T., Schmidt-Chanasit J., Münch J.: Inactivation and Environmental Stability of Zika Virus. Emerg. Infect. Dis. 22, 1685–1687 (2016)[PUBMED] [CROSSREF]
-
Paulmann D., Steinmann J., Becker B., Bischoff B., Steinmann E., Steinmann J.: Virucidal activity of different alcohols against murine norovirus, a surrogate of human norovirus. J. Hosp. Infect. 79, 378–379 (2011)[PUBMED] [CROSSREF]
-
Pires D., Pittet D.: Hand hygiene mantra: teach, monitor, improve, and celebrate. J. Hosp. Infect. 95, 335–337 (2017)[CROSSREF]
-
Pittet D., Allegranzi B., Sax H., Dharan S., Pessoa-Silva C.L., Donaldson L., Boyce J.M. WHO Global Patient Safety Challenge, World Alliance for Patient Safety: Evidence-based model for hand transmission during patient care and the role of improved practices. Lancet Infect. Dis. 6, 641–652 (2006)[CROSSREF]
-
Rabenau H.F., Cinatl J., Morgenstern B., Bauer G., Preiser W., Doerr H.W.: Stability and inactivation of SARS coronavirus. Med. Microbiol. Immunol. 194, 1–6 (2005)[CROSSREF]
-
Rabenau H.F., Rapp I., Steinmann J.: Can vaccinia virus be replaced by MVA virus for testing virucidal activity of chemical disinfectants? BMC Infect. Dis. 10, 185 (2010)[CROSSREF]
-
Rabenau H.F., Steinmann J., Rapp I., Schwebke I., Eggers M.: Evaluation of a virucidal quantitative carrier test for surface disinfectants. PLoS One, 9, e86128 (2014)[CROSSREF]
-
Rattanakul S., Oguma K., Takizawa S.: Sequential and simultaneous applications of UV and chlorine for adenovirus inactivation. Food Environ. Virol. 7, 295–304 (2015)[CROSSREF]
-
Rutala W.A., Weber D.J.: Disinfection and sterilization in health care facilities: what clinicians need to know. Clin. Infect. Dis. 39, 702–709 (2004)[CROSSREF]
-
Rutala W.A., Weber D.J.: Disinfection and sterilization: an overview. Am. J. Infect. Control, 41, S2–S5 (2013)[CROSSREF]
-
Rutala W.A., Weber D.J.: Selection of the ideal disinfectant. Infect. Control Hosp. Epidemiol. 35, 855–865 (2014)[CROSSREF]
-
Sassi H.P., Sifuentes L.Y., Koenig D.W., Nichols E., Clark-Greuel J., Wong L.F., McGrath K., Gerba C.P., Reynolds K.A.: Control of the spread of viruses in a long-term care facility using hygiene protocols. Am. J. Infect. Contr. 43, 702–706 (2015)[CROSSREF]
-
Sauerbrei A., Schacke M., Glück B., Bust U., Rabenau H.F., Wutzler P.: Does limited virucidal activity of biocides include duck hepatitis B virucidal action? BMC Infect. Dis. 12, 276 (2012)[CROSSREF]
-
Sauerbrei A., Sehr K., Brandstädt A., Heim A., Reimer K., Wutzler P.: Sensitivity of human adenoviruses to different groups of chemical biocides. J. Hosp. Infect. 57, 59–66 (2004)[CROSSREF]
-
Sehulster L.M.: Healthcare laundry and textiles in the United States: review and commentary on contemporary infection prevention issues. Infect. Control Hosp. Epidemiol. 36, 1073–1088 (2015)[CROSSREF]
-
Tomb R.M., Maclean M., Coia J.E., Graham E., McDonald M., Atreya C.D., MacGregor S.J., Anderson J.G.: New proof-of-concept in viral inactivation: virucidal efficacy of 405 nm light against feline calicivirus as a model for norovirus decontamination. Food Environ. Virol. 9, 159–167 (2017)[CROSSREF]
-
Weber D.J., Anderson D., Rutala W.A.: The role of the surface enviroment in healthcare-associated infections. Curr. Opin. Infect. Dis. 26, 338–344 (2013)[PUBMED] [CROSSREF]
-
Weber D.J., Rutala W.A., Anderson D.J., Chen L.F., Sickbert-Bennett E.E., Boyce J.M.: Effectiveness of ultraviolet devices and hydrogen peroxide systems for terminal room decontamination: Focus on clinical trials. Am. J. Infect. Control, 44, e77–84 (2016)[CROSSREF]
-
Weber D.J., Rutala W.A., Miller M.B., Huslage K., Sickbert-Bennett E.: Role of hospital surfaces in the transmission of emerging health care-associated pathogens: norovirus, Clostridium difficile, and Acinetobacter species. Am. J. Infect. Control, 38, S25–S33 (2010)[PUBMED] [CROSSREF]
-
Weber D.J., Rutala W.A.: Understanding and preventing transmission of healthcare-associated pathogens due to the contaminated hospital environment. Infect. Control Hosp. Epidemiol. 34, 449–452 (2013)[PUBMED] [CROSSREF]
-
Wetzker W., Walter J., Bunte-Schönberger K., Schwab F., Behnke M., Gastmeier P., Reichardt C.: Hand rub consumption has almost doubled in 132 German hospitals over 9 years. Infect. Control Hosp. Epidemiol. 38, 870–872 (2017)[CROSSREF]
FIGURES & TABLES
Ryc. 1.
Wrażliwość/oporność drobnoustrojów i prionów na dezynfekcję Objaśnienia: (1) – Wirusy osłonkowe, np. wirus grypy ptasiej H5N1, HBV, HCV, HIV, SARS-CoV, wirus Ebola, (2) – Duże wirusy bezosłonkowe, np. Adenowirusy, Papillomawirusy, Rotawirusy, (3) – Małe wirusy bezosłonkowe, np. Enterowirus 71, Norowirus, Poliowirus, Parwowirus B191, na podstawie: [
REFERENCES
-
Allegranzi B., Pittet D.: Role of hand hygiene in healthcare-associated infection prevention. J. Hosp. Infect. 73, 305–315 (2009)[CROSSREF]
-
Barker J., Vipond I.B., Bloomfield S.F.: Effects of cleaning and disinfection in reducing the spread of norovirus contamination via environmental surfaces. J. Hosp. Infect. 58, 42–49 (2004)[CROSSREF]
-
Bedell K., Buchaklian A.H., Perlman S.: Efficacy of an automated multiple emitter whole-room ultraviolet-C disinfection system against coronaviruses MHV and MERS-CoV. Infect. Control. Hosp. Epidemiol. 37, 598–599 (2016)[CROSSREF]
-
Belliot G., Lavaux A., Souihel D., Agnello D., Pothier P.: Use of murine norovirus as a surrogate to evaluate resistance of human norovirus to disinfectants. Appl. Environ. Microbiol. 74, 3315–3318 (2008)[CROSSREF]
-
Calgua B., Carratalà A., Guerrero-Latorre L., de Abreu Corrêa A., Kohn T., Sommer R., Girones R.: UVC inactivation of dsDNA and ssRNA viruses in water: UV fluences and a qPCR-based approach to evaluate decay on viral infectivity. Food Environ. Virol. 6, 260–268 (2014)[CROSSREF]
-
Chang S.C., Li W.C., Huang K.Y., Huang Y.C., Chiu C.H., Chen C.J., Hsieh Y.C., Kuo C.Y., Shih S.R., Lin T.Y.: Efficacy of alcohols and alcohol-based hand disinfectants against human enterovirus 71. J. Hosp. Infect. 83, 288–293 (2013)[CROSSREF]
-
Ciesek S., Friesland M., Steinmann J., Becker B., Wedemeyer H., Manns M.P., Steinmann J., Pietschmann T., Steinmann E.: How stable is the hepatitis C virus (HCV)? Environmental stability of HCV and its susceptibility to chemical biocides. J. Infect. Dis. 201, 1859–1866 (2010)[PUBMED] [CROSSREF]
-
Cobrado L., Silva-Dias A., Azevedo M.M., Rodrigues A.G.: High-touch surfaces: microbial neighbours at hand. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 36, 2053–2062 (2017)[PUBMED] [CROSSREF]
-
Cook B.W.M., Cutts T.A., Nikiforuk A.M., Poliquin P.G., Court D.A., Strong J.E., Theriault S.S.: Evaluating environmental persistence and disinfection of the Ebola virus Makona variant. Viruses, 7, 1975–1986 (2015)[CROSSREF]
-
Dalkowski P.: Dezynfekcja w medycynie – problemy prawne dawniej i dziś. Forum Zakażeń, 2015, 6, 65–68 (2015)[CROSSREF]
-
Doerrbecker J., Friesland M., Ciesek S., Erichsen T.J., Mateu-Gelabert P., Steinmann J., Steinmann J., Pietschmann T., Steinmann E.: Inactivation and survival of hepatitis C virus on inanimate surfaces. J. Infect. Dis. 204, 1830–1838 (2011)[CROSSREF]
-
Eggers M., Eickmann M., Kowalski K., Zorn J., Reimer K.: Povidone-iodine hand wash and hand rub products demonstrated excellent in vitro virucidal efficacy against Ebola virus and modified vaccinia virus Ankara, the new European test virus for enveloped viruses. BMC Infect. Dis. 15, 375 (2015)[CROSSREF]
-
Eischeid A.C., Meyer J.N., Linden K.G.: UV disinfection of adenoviruses: molecular indications of DNA damage efficiency. Appl. Environ. Microbiol. 75, 23–28 (2009)[CROSSREF]
-
Eterpi M., McDonnell G., Thomas V.: Disinfection efficacy against parvoviruses compared with reference viruses. J. Hosp. Infect. 73, 64–70 (2009)[CROSSREF]
-
Fendler E, Groziak P.: Efficacy of alcohol-based hand sanitizers against fungi and viruses. Infect. Control. Hosp. Epidemiol. 23, 61–62 (2002)[CROSSREF]
-
Firquet S., Beaujard S., Lobert P-E., Sané F., Caloone D., Izard D., Hober D.: Survival of enveloped and non-enveloped viruses on inanimate surfaces. Microbes Environ. 30, 140–144 (2015)[PUBMED] [CROSSREF]
-
Ganavadiya R., Chandra Shekar B.R., Saxena V., Tomar P., Gupta R., Khandelwal G.: Disinfecting efficacy of three chemical disinfectants on contaminated diagnostic instruments: A randomized trial. Basic Clin. Pharma. 5, 98–104 (2014)[CROSSREF]
-
Gerhardts A., Mucha H., Höfer D.: Testing linen disinfection procedures in practice with phage-charged-bioindicators. Int. J. Health Care Qual. Assur. 25, 519–531 (2012)[PUBMED] [CROSSREF]
-
Han J.H., Sullivan N., Leas B.F., Pegues D.A., Kaczmarek J.L., Umscheid C.A.: Cleaning hospital room surfaces to prevent health care-associated infections: a technical brief. Ann. Intern. Med. 163, 598–607 (2015)[PUBMED] [CROSSREF]
-
Ijaz M.K., Rubino J.: Should test methods for disinfectants use vertebrate viruses dried on carriers to advance virucidal claims? Infect. Control Hosp. Epidemiol. 2, 192–194 (2008)[CROSSREF]
-
Jeong E.K., Sung H.M., Kim I.S.: Inactivation and removal of influenza A virus H1N1 during the manufacture of plasma derivatives. Biologicals, 3, 652–657 (2010)[CROSSREF]
-
Karnik P.P., Dave N.M., Nataraj G., Gupta R., Garasia M.: Comparison of efficacy and cost-effectiveness of 0.55% ortho-phthalaldehyde and 2% glutaraldehyde for disinfection of laryngoscopes: A prospective pilot study. Indian J. Anaesth. 61, 490–493 (2017)[CROSSREF]
-
Kingston LM, Slevin BL, O’Connell NH, Dunne C.P.: Attitudes and practices of Irish hospital-based physicians towards hand hygiene and hand rubbing using alcohol-based hand rub: a comparison between 2007 and 2015. J. Hosp. Infect. 97, 17–25 (2017)[CROSSREF]
-
Lemmer K., Howaldt S., Heinrich R., Roder A., Pauli G., Dorner B.G., Pauly D., Mielke M., Schwebke I., Grunow R.: Test methods for estimating the efficacy of the fast-acting disinfectant peracetic acid on surfaces of personal protective equipment. J. Appl. Microbiol. 123, 1168–1183 (2017)[CROSSREF]
-
Lu R., Zhang C., Piatkovsky M., Ulbricht M., Herzberg M., Nguyen T.H.: Improvement of virus removal using ultrafiltration membranes modified with grafted zwitterionic polymer hydrogels. Water Res. 116, 86–94 (2017)[CROSSREF]
-
McDonnell G., Burke P.: Disinfection: is it time to reconsider Spaulding? J. Hosp. Infect. 78, 163–170 (2011)[PUBMED] [CROSSREF]
-
Müller J.A., Harms M., Schubert A., Jansen S., Michel D., Mertens T., Schmidt-Chanasit J., Münch J.: Inactivation and Environmental Stability of Zika Virus. Emerg. Infect. Dis. 22, 1685–1687 (2016)[PUBMED] [CROSSREF]
-
Paulmann D., Steinmann J., Becker B., Bischoff B., Steinmann E., Steinmann J.: Virucidal activity of different alcohols against murine norovirus, a surrogate of human norovirus. J. Hosp. Infect. 79, 378–379 (2011)[PUBMED] [CROSSREF]
-
Pires D., Pittet D.: Hand hygiene mantra: teach, monitor, improve, and celebrate. J. Hosp. Infect. 95, 335–337 (2017)[CROSSREF]
-
Pittet D., Allegranzi B., Sax H., Dharan S., Pessoa-Silva C.L., Donaldson L., Boyce J.M. WHO Global Patient Safety Challenge, World Alliance for Patient Safety: Evidence-based model for hand transmission during patient care and the role of improved practices. Lancet Infect. Dis. 6, 641–652 (2006)[CROSSREF]
-
Rabenau H.F., Cinatl J., Morgenstern B., Bauer G., Preiser W., Doerr H.W.: Stability and inactivation of SARS coronavirus. Med. Microbiol. Immunol. 194, 1–6 (2005)[CROSSREF]
-
Rabenau H.F., Rapp I., Steinmann J.: Can vaccinia virus be replaced by MVA virus for testing virucidal activity of chemical disinfectants? BMC Infect. Dis. 10, 185 (2010)[CROSSREF]
-
Rabenau H.F., Steinmann J., Rapp I., Schwebke I., Eggers M.: Evaluation of a virucidal quantitative carrier test for surface disinfectants. PLoS One, 9, e86128 (2014)[CROSSREF]
-
Rattanakul S., Oguma K., Takizawa S.: Sequential and simultaneous applications of UV and chlorine for adenovirus inactivation. Food Environ. Virol. 7, 295–304 (2015)[CROSSREF]
-
Rutala W.A., Weber D.J.: Disinfection and sterilization in health care facilities: what clinicians need to know. Clin. Infect. Dis. 39, 702–709 (2004)[CROSSREF]
-
Rutala W.A., Weber D.J.: Disinfection and sterilization: an overview. Am. J. Infect. Control, 41, S2–S5 (2013)[CROSSREF]
-
Rutala W.A., Weber D.J.: Selection of the ideal disinfectant. Infect. Control Hosp. Epidemiol. 35, 855–865 (2014)[CROSSREF]
-
Sassi H.P., Sifuentes L.Y., Koenig D.W., Nichols E., Clark-Greuel J., Wong L.F., McGrath K., Gerba C.P., Reynolds K.A.: Control of the spread of viruses in a long-term care facility using hygiene protocols. Am. J. Infect. Contr. 43, 702–706 (2015)[CROSSREF]
-
Sauerbrei A., Schacke M., Glück B., Bust U., Rabenau H.F., Wutzler P.: Does limited virucidal activity of biocides include duck hepatitis B virucidal action? BMC Infect. Dis. 12, 276 (2012)[CROSSREF]
-
Sauerbrei A., Sehr K., Brandstädt A., Heim A., Reimer K., Wutzler P.: Sensitivity of human adenoviruses to different groups of chemical biocides. J. Hosp. Infect. 57, 59–66 (2004)[CROSSREF]
-
Sehulster L.M.: Healthcare laundry and textiles in the United States: review and commentary on contemporary infection prevention issues. Infect. Control Hosp. Epidemiol. 36, 1073–1088 (2015)[CROSSREF]
-
Tomb R.M., Maclean M., Coia J.E., Graham E., McDonald M., Atreya C.D., MacGregor S.J., Anderson J.G.: New proof-of-concept in viral inactivation: virucidal efficacy of 405 nm light against feline calicivirus as a model for norovirus decontamination. Food Environ. Virol. 9, 159–167 (2017)[CROSSREF]
-
Weber D.J., Anderson D., Rutala W.A.: The role of the surface enviroment in healthcare-associated infections. Curr. Opin. Infect. Dis. 26, 338–344 (2013)[PUBMED] [CROSSREF]
-
Weber D.J., Rutala W.A., Anderson D.J., Chen L.F., Sickbert-Bennett E.E., Boyce J.M.: Effectiveness of ultraviolet devices and hydrogen peroxide systems for terminal room decontamination: Focus on clinical trials. Am. J. Infect. Control, 44, e77–84 (2016)[CROSSREF]
-
Weber D.J., Rutala W.A., Miller M.B., Huslage K., Sickbert-Bennett E.: Role of hospital surfaces in the transmission of emerging health care-associated pathogens: norovirus, Clostridium difficile, and Acinetobacter species. Am. J. Infect. Control, 38, S25–S33 (2010)[PUBMED] [CROSSREF]
-
Weber D.J., Rutala W.A.: Understanding and preventing transmission of healthcare-associated pathogens due to the contaminated hospital environment. Infect. Control Hosp. Epidemiol. 34, 449–452 (2013)[PUBMED] [CROSSREF]
-
Wetzker W., Walter J., Bunte-Schönberger K., Schwab F., Behnke M., Gastmeier P., Reichardt C.: Hand rub consumption has almost doubled in 132 German hospitals over 9 years. Infect. Control Hosp. Epidemiol. 38, 870–872 (2017)[CROSSREF]