SMALL COLONY VARIANTS – THE CAUSE OF CHRONIC INFECTIONS

Publications

Share / Export Citation / Email / Print / Text size:

Postępy Mikrobiologii - Advancements of Microbiology

Polish Society of Microbiologists

Subject: Microbiology

GET ALERTS

ISSN: 0079-4252
eISSN: 2545-3149

DESCRIPTION

28
Reader(s)
37
Visit(s)
0
Comment(s)
0
Share(s)

SEARCH WITHIN CONTENT

FIND ARTICLE

Volume / Issue / page

Related articles

VOLUME 60 , ISSUE 3 (Sep 2021) > List of articles

SMALL COLONY VARIANTS – THE CAUSE OF CHRONIC INFECTIONS

Joanna Nowicka * / Elżbieta Piątkowska

Keywords : Small Colony Variants, S. aureus, chronic infections

Citation Information : Postępy Mikrobiologii - Advancements of Microbiology. Volume 60, Issue 3, Pages 183-194, DOI: https://doi.org/10.21307/PM-2021.60.3.14

License : (CC-BY-NC-ND 4.0)

Received Date : June-2021 / Accepted: August-2021 / Published Online: 23-September-2021

ARTICLE

ABSTRACT

Some microorganisms are characterised by the ability to create specific morphological varieties called Small Colony Variants (SCVs). This characteristic was noted, among others, in Gram-positive cocci, mainly staphylococci, but also in Gram-negative bacilli. The properties of Small Colony Variants that differentiate them from wild-type colonies (mainly their small size) facilitate their intracellular survival (e.g. in epithelial or endothelial cells) as a result of which they can escape host immune response. In this way, SCV forms avoid the effects of complement components or antibodies. They are also characterised by resistance to antibiotics, mainly aminoglycoside or combination drugs, such as trimethoprim-sulfamethoxazole. The above features, which are important from a clinical point of view, namely small size and antibiotic resistance, make SCV one of the main causes of chronic, latent and recurrent infections which are difficult not only to diagnose, but also to treat. According to the literature, SCV of various microorganisms can be isolated from systemic infections of various organs and therefore from different clinical materials (e.g. blood, bones, soft tissues). SCV forms of Staphylococcus aureus are often isolated from patients with cystic fibrosis or osteomyelitis. The paper presents the characteristics and clinical relevance of this unique morphological form of bacteria.

U niektórych mikroorganizmów mogą powstawać specyficzne odmiany morfologiczne tzw. Small Colony Variants (SCVs). Taką cechę odnotowano między innymi u ziarniaków Gram-dodatnich, głównie gronkowców, ale także u pałeczek Gram-ujemnych. Odmienne, w porównaniu do typowych kolonii tych mikroorganizmów, właściwości Small Colony Variants, głównie ich małe rozmiary, dają możliwość przeżycia wewnątrzkomórkowego (np. w komórkach nabłonka czy śródbłonka), i co za tym idzie „uciekania” przed mechanizmami obronnymi ustroju gospodarza. W ten sposób formy SCV unikają oddziaływania składowych dopełniacza czy przeciwciał. Charakteryzują się również opornością na antybiotyki, głównie aminoglikozydowe czy preparaty skojarzone, jak np. trimetoprim-sulfametoksazol. Te dosyć istotne, z punktu widzenia klinicznego cechy, małe rozmiary jak i oporność na antybiotyki, powodują, że formy SCV najczęściej odpowiadają za zakażenia przewlekłe, nawracające, i co warto zaznaczyć, trudne do diagnostyki, ale także leczenia. Jak podaje literatura, SCV różnych mikroorganizmów mogą być izolowane z zakażeń układowych z różną lokalizacją i tym samym ze zróżnicowanych materiałów klinicznych (np. krew, kości, tkanki miękkie). Formy SCV Staphylococcus aureus często izolowane są od pacjentów z mukowiscydozą czy zapaleniem kości i szpiku. W pracy przedstawiono charakterystykę i znaczenie kliniczne tej wyjątkowej formy morfologicznej bakterii.

1. Ogólna charakterystyka form SCV

Zmienność mikroorganizmów ma ogromny wpływ na ich chorobotwórczość i szeroko pojętą patogenność [28, 33]. Krętki Borreliella burgdorferi przechodzą, najczęściej pod wpływem stresu środowiskowego lub innych niekorzystnych dla bakterii warunków, w formy kuliste czy pozbawione ściany komórkowej. Daje to szansę krętkom Borreliella na długotrwałe przebywanie w zakażonym organizmie bez pobudzenia układu immunologicznego [28, 42]. Helicobacter pylori z form spiralnych przyjmuje postać form kokoidalnych, co najprawdopodobniej ułatwia kolonizację śluzówki żołądka [13], a Candida albicans może występować zarówno pod postacią drożdży pączkujących, jak i wydłużonych struktur (pseudostrzępki, strzępki). Formy wydłużone najczęściej związane są z inwazją i uszkodzeniem tkanek organizmu człowieka [32]. Podobnie jest z pałeczkami Campylobacter jejuni. Mikroorganizmy te pod wpływem braku składników odżywczych, obecności substancji toksycznych, stresu oksydacyjnego czy temperaturowego zmieniają swoją morfologię. Przechodzą w formę kokoidalną, podlegając również zmianom fizjologicznym i genetycznym. Daje to szansę tym bakteriom na przetrwanie w niekorzystnych warunkach środowiskowych przy zachowaniu właściwości infekcyjnych [47]. W niekorzystnych warunkach, np. w sytuacji braku składników odżywczych, tlenu czy niewłaściwego pH Mycobacterium tuberculosis może zmieniać wielkość i kształt komórek. Wykazano możliwość występowania tych mikroorganizmów pod postacią krótkich pałeczek przyjmujących kształt liter V i Y, form wydłużonych czy owalnych, a nawet pozbawionych ściany komórkowej (L-forma bakterii). Przejście w L-formę zauważono u wielu innych mikroorganizmów, i najczęściej ma to miejsce w przypadku zakażeń przewlekłych. Taką zdolność wykazano, między innymi u Bacillus anthracis, B. burgdorferi, H. pylori czy Treponema pallidum [10].

Występowanie mikroorganizmów w różnych formach morfologicznych na ogół wpływa na ich patogenność, daje również możliwość „chowania” się przed mechanizmami obronnymi ustroju gospodarza, co rzutuje na charakter, przebieg i czas trwania infekcji. Sprzyja zwiększonej tolerancji na związki o działaniu przeciwdrobnoustrojowym czyniąc zastosowaną terapię nieskuteczną (może to mieć związek m.in. ze znacznym spadkiem aktywności metabolicznej „nowych” form morfologicznych) [20, 28]. Nie bez znaczenia są również trudności diagnostyczne z jakimi mamy często do czynienia w przypadku tak zmiennych mikroorganizmów [11, 13, 20].

U niektórych mikroorganizmów mogą powstawać specyficzne odmiany morfologiczne, tzw. formy SCVs – Small Colony Variants, określane w literaturze jako warianty małych kolonii [46, 50]. Pierwszy opisany gatunek, u którego wykryto możliwość tworzenia takich form to Salmonella enterica (S. enterica subsp. enterica serowar S. Typhi), dawniej Eberthella typhosa, co miało miejsce w 1910 roku. Obecnie wiadomo, że taką cechę wykazują zarówno bakterie Gram-ujemne (Pseudomonas aeruginosa, Coxiella burnetti, Burkholderia cepacia, Escherichia coli, Neisseria gonorrhoeae czy Brucella abortus) jak i Gram-dodatnie, głównie gronkowce (Staphylococcus aureus, Staphylococcus epidermidis, Staphylococus lugdunensis, Staphylococcus capitis, Enterococcus faecalis, Lactobacillus acidophilus czy Listeria monocytogenes) [14, 39].

Warto jednak zaznaczyć, że za najczęstszych „producentów” form SCV uznaje się S. aureus i P. aeruginosa. Większość opracowań, publikacji i badań klinicznych dotyczy właśnie tych mikroorganizmów [16, 26, 39, 43]. Chociaż pierwsze doniesienia o innych koloniach gronkowców można było znaleźć na początku XX wieku to prace opisujące powiązanie obrazu klinicznego z formami SCV S. aureus pojawiły się dopiero w 1994 i 1995 roku [16]. Podobnie jest z P. aeruginosa – od wielu lat obserwowana jest różnorodność fenotypowa pomiędzy izolatami tych szczepów pochodzących od pacjentów chorujących na mukowiscydozę. Nawiązują do tego prace pochodzące już z 1976 i 1977 roku. Jednak pierwsze badania kliniczne, w których skupiono się na fenotypowej charakterystyce izolowanych szczepów, pochodzą z lat 1996–1998 [26].

Odmienne właściwości form SCV rzutują na patogenność jak i charakter zakażeń wywołanych przez bakterie bytujące pod taką właśnie postacią morfologiczną. Najważniejsze, z punktu widzenia klinicznego, cechy charakterystyczne dla SCV w porównaniu do „typowych form” czyli tzw. form dzikich to znacznie wolniejszy wzrost i w konsekwencji mniejsze kolonie, nawet dziesięciokrotnie [5, 24, 45]. Subpopulacje komórek SCV mogą charakteryzować się odmiennymi właściwościami biochemicznymi i metabolicznymi, np. zmienionym metabolizmem węglowodanów [7], utratą zdolności wytwarzania enzymów czy toksyn, zmienioną ekspresją niektórych genów, a więc w pewien sposób zmienioną ekspresją czynników wirulencji [18, 24, 53]. Znacznie obniżona aktywność metaboliczna, której efektem są małe rozmiary komórek, daje również możliwość przeżycia wewnątrzkomórkowego [18, 50] i powoduje zwiększoną tolerancję na związki o działaniu przeciwdrobnoustrojowym, co ma ogromne implikacje kliniczne [11, 16].

Formy SCV S. aureus często tracą zdolność do wytwarzania barwnika, charakteryzują się zmniejszoną hemolizą na agarze z krwią, znacznie zmniejszoną fermentacją mannitolu, a ich wzrost można uzyskać dopiero po 48 godzinach inkubacji [7, 45, 53]. Obniżony potencjał błonowy u form SCV S. aureus jest najprawdopodobniej przyczyną zwiększonej oporności na przeciwdrobnoustrojowe związki kationowe – aminoglikozydy czy daptomycynę [53]. Subpopulacja SCV wykazuje brak aktywności systemu wyczuwania liczebnościowego quorum sensing agr, produkuje także polisacharydowy antygen PIA (polysaccharide intercellular antigen). Formy te charakteryzują się również zwiększoną ekspresją genów odpowiadających za syntezę wiążących białka macierzy pozakomórkowej adhezyn FnBPA, FnBPB (białka wiążące fibronektynę) [50]. Biorą one udział w przyleganiu do powierzchni komórek i tkanek ustroju gospodarza [50].

Podobnie jak u S. aureus odmianę SCV P. aeruginosa charakteryzują mały rozmiar, powolny wzrost oraz zwiększona oporność na antybiotyki. W badaniach in vitro wykazano, że ekspozycja P. aeruginosa na stężenia antybiotyków poniżej wartości minimalnego stężenia hamującego wzrost skutkuje wytworzeniem form SCV. U form SCV P. aeruginosa zauważono większą zdolność do wydzielania egzopolisacharydu, w przypadku niektórych form głównie zwiększone wydzielanie alginianu, większą możliwość tworzenia biofilmu, oraz znacznie zmniejszone zdolności ruchu. Formy te wykazują również znacznie większą zdolność przylegania do ludzkich pneumocytów [26]. Badania przeprowadzone przez Mirani i wsp. [29] wykazały, że SCV P. aeruginosa mają znaczenie w utrzymaniu trwałości i stabilności biofilmu, a nie w początkowych etapach jego tworzenia – tu główną rolę autorzy przypisują populacji typu dzikiego. W miarę dojrzewania biofilmu pojawiają się formy SCV i zaczynają dominować co może sugerować, że populacja SCV jest „produktem” środowiska biofilmu. Wykazano również, że SCV w biofilmie charakteryzowały się znaczną chropowatością powierzchni, zwiększonymi właściwościami hydrofobowymi komórek i tym samym zwiększoną zdolnością do adhezji i kolonizacji [29].

Wszystkie wymienione właściwości form SCV powodują, że pomimo zmniejszonej zjadliwości, formy te często odpowiadają za zakażenia przewlekłe, nawracające, o słabo zaznaczonych objawach klinicznych i co najistotniejsze, trudne do leczenia. Za najważniejsze uznaje się fakt utrzymywania wewnątrzkomórkowego, czyli zdolność przeżycia w komórkach gospodarza i unikanie działania układu immunologicznego, a także zmniejszoną podatność na związki o działaniu przeciwdrobnoustrojowym [15, 53]. Małe warianty kolonii są trudne do usunięcia z organizmu człowieka pomimo zastosowania skojarzonej terapii przeciwdrobnoustrojowej [53]. Istotne wydaje się również to, że selekcja takich form może mieć miejsce pod wpływem stosowanej antybiotykoterapii, w trakcie infekcji [18, 24] i co równie ważne, formy Small Colony Variants mogą „wracać” do fenotypu prawidłowego [46]. SCV pochodzące z materiału klinicznego to często właśnie formy niestabilne, powracające do formy „typu dzikiego” [53]. Według niektórych autorów stabilny fenotyp SCV najczęściej izolowany jest od pacjentów z zakażeniami przewlekłymi (np. zapalenie kości i szpiku, mukowiscydoza). Niestabilne odmiany Small Colony Variants to najczęściej formy powstałe po ekspozycji na antybiotyki, głównie aminoglikozydy i trimetoprim, czy warunki imitujące środowisko wewnątrzkomórkowe, przede wszystkim stres oksydacyjny czy niskie pH [45].

2. Mechanizm tworzenia form SCV

Pomimo tego, że prace nad powstawaniem form SCV trwają już od jakiegoś czasu wszystkie aspekty ich tworzenia nadal nie są jasne. Najprawdopodobniej powstają one w wyniku auksotrofii prowadzącej do defektów w elementach łańcucha transportu elektronów i produkcji ATP. Najczęściej dotyczy ona biosyntezy menadionu, heminy, tymidyny czy kwasów tłuszczowych [21].

Antybiotykoterapia wydaje się istotnym elementem przyczyniającym się do powstania form SCV. Nie w każdym przypadku można wykazać korelację pomiędzy typem auksotrofii a zastosowanym antybiotykiem. Dane literaturowe pokazuję jednak, że po zastosowaniu aminoglikozydów najczęściej dochodzi do rozwoju form Small Colony Variants zależnych od menadionu czy heminy. Pojawienie się form SCV zależnych od tymidyny ma miejsce natomiast najczęściej po terapii z zastosowaniem trimetroprimu-sulfametoksazolu. Najprawdopodobniej inne antybiotyki i chemioterapeutyki – klindamycyna, moksyfloksacyna – również sprzyjają transformacji komórek typu dzikiego w formę SCV [16].

Wspomniane już wcześniej zaburzenia w transporcie elektronów mogą prowadzić do zmian w potencjale transbłonowym co może chronić bakterie przed działaniem różnych związków o aktywności przeciwbakteryjnej [25]. Zmniejszenie potencjału transbłonowego skutkuje utrudnionym transportem aminoglikozydów do komórki i tym samym zmniejszoną wrażliwością na antybiotyki aminoglikozydowe, ale jednocześnie zmniejszoną produkcją ATP, co przyczynia się do powstania subpopulacji SCV. Warto zaznaczyć, że w przypadku komórek o fenotypie SCV, w wyniku zaburzeń w syntezie heminy i menadionu, występują defekty w cytochromie lub menachinonie, (nie dochodzi do syntezy cytochromu i menachinonu) czyli składowych łańcucha transportu elektronów [5, 11, 21, 25]. Jest to najprawdopodobniej wynikiem mutacji genów kodujących enzymy, które są zaangażowane w syntezę obu tych cząsteczek [11]. SCV zależne od tymidyny powstają w wyniku mutacji dotyczącej syntazy tymidylanu czyli enzymu, który odpowiedzialny jest za przekształcenie monofosforanu dezoksyurydyny (dUMP) do monofosforanu dezoksytymidyny (dTMP). Tymidynozależne SCV powstają najczęściej po długotrwałej terapii z zastosowaniem trimetoprimu-sulfametoksazolu [11]. Izolacja form SCV zależnych od tymidyny często ma miejsce w przypadku zakażeń przewlekłych np. dotyczących tkanek miękkich czy dróg oddechowych, głównie w przebiegu mukowiscydozy u pacjentów leczonych wspomnianym już wcześniej trimetroprimem-sulfametoksazolem (SXT). SXT działa jak kofaktor syntazy tymidylanowej (thyA) niezbędnej do syntezy tymidylanu. Najprawdopodobniej mutacje w thyA są związane z pojawieniem się zależnych od tymidyny form SCV u S. aureus i ma to związek z leczeniem SXT. W mysim modelu przewlekłego zapalenia płuc porównano myszy leczone i nieleczone SXT wykazując dominację szczepu dzikiego wśród myszy niepoddanych terapii. Autorzy pracy wykazali również, że krótkotrwała ekspozycja na SXT indukuje powstanie tymidynozależnych form SCV u szczepów dzikich S. aureus. Długotrwała terapia skutkuje pojawieniem się form SCV zależnych od tymidyny, ale zależnych od losowych mutacji w obrębie thyA co prowadzi do braku aktywności syntazy tymidylanu [19].

Tuschscherr i wsp. [52] oceniali możliwości leczenia przewlekłego zapalenia kości i szpiku, wrażliwość na antybiotyki jak i zdolność do indukowania tworzenia form SCV przez zastosowane związki przeciwdrobnoustrojowe. Autorzy stosowali m.in. ludzkie osteoblasty i szczepy kliniczne S. aureus izolowane z przewlekłego zapalenia kości i szpiku. W badaniach in vitro wykazano, że gentamycyna, moksyfloksacyna i klindamycyna znacznie częściej stymulowały do pojawiania się wariantów małych kolonii aniżeli, np. cefuroksym czy daptomycyna. Szybkość pojawiania się form SCV oceniali w okresie 1–10 dni od zastosowania antybiotyku, który stosowano w stężeniach równych wartości minimalnego stężenia hamującego wzrost (MIC) jak i będących wielokrotnością wartości MIC (2 × MIC, 5 × MIC). Gentamycyna i moksyfloksacyna stymulowały do tworzenia stabilnych form Small Colony Variants, klindamycyna zaś niestabilnych, które szybko wracały to fenotypu dzikiego. U wszystkich powstałych subpopulacji SCV nie wykazano auksotrofii względem menadionu, heminy czy tymidyny [52].

W badaniach z zastosowaniem osteoblastów autorzy wykazali zwiększoną częstość tworzenia subpopulacji SCV po 48 h od zastosowania gentamycyny, fosfomycyny i klindamycyny [52].

Selekcja fenotypu SCV może być także wynikiem ekspozycji na stosowane antyseptyki. Subpopulacja SCV nie wykazuje na ogół w takim przypadku żadnej konkretnej auksotrofii [11].

Autorzy pracy z 2020 roku [21] zwracają uwagę, między innymi, na wzajemne oddziaływanie różnych mikroorganizmów względem siebie jako czynnik przyczyniający się do selekcji subpopulacji komórek SCV [21]. W pracy skupiono się przede wszystkim na wpływie innych gatunków na selekcję fenotypu Small Colony Variants u gronkowca złocistego. Jednym z takich oddziaływań jest wzajemna korelacja P. aeruginosaS. aureus. Te dwa mikroorganizmy często izolowane są razem z różnych zakażeń np. dotyczących ran w stopie cukrzycowej, zapaleń kości i szpiku czy dróg oddechowych u pacjentów z mukowiscydozą. Wydzielany przez P. aeruginosa N-tlenek 4-hydroksy-2-heptylochinoliny (HQNO) poprzez blokowanie transportu elektronów w łańcuchu oddechowym i produkcji ATP hamuje wzrost gronkowca złocistego. W badaniach in vitro wykazano, że długotrwała ekspozycja na HQNO w połączeniu z aminoglikozydami prowadziła do tworzenia komórek o fenotypie SCV zależnych od menadionu [21].

Nie ma istotnych dowodów na to, że inne gatunki indukują tworzenie form SCV, ale jak zaznacza autor wspomnianej pracy [21] jest to możliwe w przypadku każdego mikroorganizmu, który negatywnie wpływa na przeżycie S. aureus. Chodzi tu m.in. o Corynebacterium spp., Streptococcus spp. czy S. lugdunensis [21]. Najczęściej ma to związek z wydzielaniem różnych substancji o działaniu przeciwdrobnoustrojowym przez bakterie, np. lugduniny, antybiotyku peptydowego przez S. lugdunensis czy H2O2 przez Streptococcus pneumoniae [21].

Jak zaznacza Stoneham, tworzenie małych wariantów kolonii przez S. aureus, to najprawdopodobniej konstytutywna cecha wzrostu, umożliwiająca ochronę przed zmieniającymi się, przede wszystkim niekorzystnymi, warunkami środowiska [45]. Według Kahl i wsp. [16] mechanizmy tworzenia mogą być różne na różnych etapach zakażenia. We wczesnym etapie zakażenia biorą głównie udział mechanizmy regulacyjne, dające szansę bakteriom na szybką reakcję na zmieniające się warunki środowiskowe (otoczenia), w późniejszym etapie dochodzi do określonych mutacji np. w syntezie tymidyny czy w układzie transportu elektronów [16].

3. Unikanie odpowiedzi układu immunologicznego przez formy Small Colony Variants

Po przekroczeniu przez gronkowce bariery nabłonka, w reakcjach obronnych organizmu człowieka biorą udział neutrofile, które dążą do zabicia wewnątrzkomórkowego wnikającego patogenu. Odbywa się to przede wszystkim z zastosowaniem aktywnych form tlenu i białek przeciwdrobnoustrojowych (AMP – Antimicrobial Peptides). Warto zaznaczyć, że gronkowce dysponują różnymi czynnikami chorobotwórczości, które ułatwiają im unikanie aktywności układu immunologicznego organizmu człowieka [8]. Nie bez znaczenia jest również zdolność do tworzenia struktur biofilmu przez te mikroorganizmy. Biofilm chroni komórki gronkowców przed niekorzystnym działaniem mechanizmów układu odpornościowego człowieka [8].

S. epidermidis, unika zabicia wewnątrzkomórkowego przez neutrofile głównie poprzez wydzielane polimery. Istotną rolę odgrywają tutaj PGA (PGA – poly-γ-DL-glutamic acid) oraz antygen PIA. PGA utrudnia przebieg procesu fagocytozy, znosi także działanie peptydów przeciwdrobnoustrojowych. Podobnie PIA – hamuje fagocytozę i przeciwbakteryjną aktywność peptydów, dodatkowo sprzyja tworzeniu struktur bioflmu [8, 37].

Podobnie jest w przypadku S. aureus. Ten „wszechstronny” mikroorganizm pod względem posiadanych czynników wirulencji, potrafi skutecznie unikać mechanizmów obronnych organizmu człowieka. Podobnie jak u S. epidermidis istotną rolę odgrywa polisacharyd PIA jak i wspomniana wcześniej zdolność tworzenia biofilmu [6, 8]. Z innych czynników należy wymienić toksynę α (rozkłada komórki, głównie leukocyty), koagulazę, białko A (wiąże immunoglobuliny) czy proteazy [6]. Istotnym wydaje się fakt, że na odpowiedź naszego organizmu w odniesieniu do gronkowca złocistego składa się aktywacja zarówno mechanizmów wrodzonych jak i adaptacyjnych. „Rozpoznanie intruza” pobudza komórki fagocytarne, głównie makrofagi i neutrofile, chociaż przez wielu autorów za kluczowe uważane są właśnie neutrofile [1, 8]. W przypadku odpowiedzi adaptacyjnej istotną rolę odgrywają zarówno limfocyty T jak i limfocyty B. Dochodzi do pobudzenia limfocytów T i wytwarzania przeciwciał przez limfocyty B i pojawienia się „pamięci immunologicznej”. Limfocyty T jak i wytworzone przeciwciała mogą wspomagać działanie komórek odpowiedzi wrodzonej [17].

Badania z 2010 roku prowadzone przez Tuchscherr i wsp. [51] pokazują, że zdolność „przetrwania” form SCV S. aureus w organizmie człowieka uzależniona jest od pewnych aspektów (jest wielotorowa). Wyniki badań wyżej wymienionych autorów wskazują na znacznie wyższą ekspresję białek FnBPs u form SCV niż u szczepu dzikiego. Białka te w dużej mierze odpowiadają za wnikanie gronkowców do wnętrza komórek (śródbłonka, nabłonka) organizmu człowieka. Bytując wewnątrzkomórkowo formy SCV nie wywoływały odpowiedzi zapalnej, co miało miejsce w przypadku szczepów dzikich. U form SCV najprawdopodobniej ma to związek ze znacznie niższym poziomem ekspresji tak ważnych dla wywoływania odpowiedzi zapalnej czynników patogenności gronkowców jak produkcja hemolizyny α i aktywność proteazy. W przypadku szczepu dzikiego obserwowano wywoływanie silnej odpowiedzi zapalnej i znaczne zmniejszenie „liczebności” komórek bakteryjnych bytujących wewnątrzkomórkowo. Formy SCV, najprawdopodobniej poprzez wolny wzrost, nie pobudzają silnie własnych komórek ustroju gospodarza do odpowiedzi immunologicznej [50, 51]. Tan i wsp. [48] wykazali również, że po wejściu do komórki formy SCV S. aureus „wyłączają” wytwarzanie toksyn, co daje szansę tym mikroorganizmom na pozostanie w organizmie człowieka przez dłuższy czas bez indukowania odpowiedzi immunologicznej [34, 48]. Autorzy pracy tłumaczą unikanie mechanizmów odpornościowych organizmu człowieka przez formy SCV różnotorowo: przerwanie odpowiedzi prozapalnej, brak działania toksycznego na komórki i odwracalne przełączanie czynników wirulencji [48].

Magryś i wsp. [25] oceniając możliwość przeżycia from SCV S. epidermidis wewnątrzkomórkowo wykazali zdolność wariantów małych kolonii gronkowca skórnego do „uciekania” przed bakteriobójczym działaniem komórek fagocytujących. W zabiciu mikroorganizmu przez komórki żerne pomaga niskie pH fagolizosomu czy wydzielanie tlenku azotu. SCV były w stanie przetrwać w makrofagach. Wyniki przeprowadzonych badań pokazały, że w przeciwieństwie do szczepu dzikiego, który był eliminowany w niskim pH fagolizosomu, formy SCV gronkowca skórnego były w stanie przetrwać w tych niekorzystnych warunkach. Możliwość przeżycia wewnątrz fagolizosomów najprawdopodobniej jest związana z niskim potencjałem transbłonowym subpopulacji wariantów małych kolonii albo ze zmienioną budową ściany komórkowej [25].

Stymulacja syntazy tlenku azotu doprowadza do wydzielania wspomnianego już wcześniej tlenku azotu. Do ekspresji syntazy dochodzi głównie pod wpływem czynników zapalnych. Wydzielany w dużych ilościach tlenek azotu oddziałuje przede wszystkim z białkami fagocytowanych bakterii. Wykazano, że pobudzenie do wydzielania syntazy tlenku azotu w przypadku subpobulacji SCV S. epidermidis było znacznie niższe niż w przypadku szczepu dzikiego [25].

W przypadku P. aeruginosa rolę zarówno w patogenności, ale także w odpowiedzi immunologicznej organizmu człowieka odgrywa lipopolisacharyd (LPS) tych mikroorganizmów. LPS bierze udział w pobudzeniu wrodzonej jak i nabytej odpowiedzi immunologicznej [54]. Endotoksyna pobudza komórki gospodarza głównie do wydzielania mediatorów o działaniu miejscowym jak i ogólnoustrojowym. Pobudza przede wszystkim makrofagi. Po rozpoznaniu LPS przez receptory TLR4 (Toll-like receptor 4) dochodzi do zwiększonej glikolizy przez makrofagi pęcherzykowe i neutrofile, wydzielania cytokin (np. TNFα, IL-1, IL-6 czy IL-8) i wydzielania reaktywnych form tlenu (ROS). Pobudzone przez LPS mitochondria hamują aktywność hydroksylazy prolilowej co umożliwia stabilizację HIF-1α (hypoxia-inducible factor 1). HIF-1α indukuje ekspresję mRNA pro-IL-1β. Wydzielanie dojrzałej IL-1β do środowiska zewnątrzkomórkowego pobudza miejscowe fagocyty do zwiększonej aktywności przeciwdrobnoustrojowej [40].

Warto zaznaczyć, że różne czynniki chorobotwórczości pałeczki ropy błękitnej, szczególnie wydzielane toksyny i enzymy, chronią P. aeruginosa przed działaniem układu immunologicznego organizmu człowieka. Istotną rolę w tym zakresie odgrywają cytotoksyny (ExoS i ExoT utrudniają proces fagocytozy), czy elastaza (głównie inaktywuje przeciwciała klasy IgG i IgA). Piocyjanina z kolei poprzez pobudzenie do wydzielania reaktywnych form tlenu i w konsekwencji do apoptozy komórek układu immunologicznego może prowadzić do zahamowania odpowiedzi immunologicznej [54].

Ważnym elementem w ochronie przed działaniem układu odpornościowego organizmu człowieka jest biofilm tworzony przez te mikroorganizmy. Bakterie w utworzonej strukturze biofilmu mają spowolnioną szybkość replikacji i znacznie wolniejszy metabolizm. Wszystkie cechy biofilmu powodują, że komórki bakterii nie są już tak dostępne dla komórek układu immunologicznego i charakteryzują się znacznie większą opornością na związki o działaniu przeciwdrobnoustrojowym, głównie na antybiotyki [40]. Warto zaznaczyć, że istotną rolę odgrywa zewnątrzkomórkowy polisacharyd, czyli alginian, który jest jednym z najbardziej istotnych i głównych składników biofilmu. Pomaga w dojrzewaniu jak i w utrzymaniu stabilności biofilmu. Jego obfite wydzielanie do przestrzeni międzykomórkowej utrudnia znacznie proces fagocytozy i zwiększa oporność na antybiotyki [27, 54].

Dane literaturowe pokazują, że właściwości fenotypowe Small Colony Variants P. aeruginosa mogą być bardzo różne. Odmiana RSCV charakteryzuje się głównie powolnym wzrostem, zwiększonym wydzielaniem cyklicznego monofosforanu guanozyny (c-di-GMP), zdolnością do agregacji i zwiększonym wydzielaniem egzopolisacharydu (ePS). Wydzielanie c-di-GMP wydaje się kluczowym elementem w przejściu mikroorganizmów z formy planktonowej w biofilmową, stymulując między innymi do zwiększonego wydzielania ePS. Z kolei autoagregacja jak i zwiększone wydzielanie ePS mogą okazać się kluczowe dla unikania odpowiedzi immunologicznej organizmu człowieka przez formy RSCV. Pestrak i wsp. [36] wykazali zmniejszoną odpowiedź fagocytów na formę RSCV w porównaniu do szczepu dzikiego. Autorzy zaznaczają, że mechanizm unikania fogocytozy w tym przypadku nie jest jeszcze do końca jasny, ale najprawdopodobniej związany jest właśnie ze zwiększonym wydzielaniem egzopolisacharydów i co za tym idzie zwiększoną autoagregacją. Według autorów może to sprzyjać unikaniu fagocytozy i przetrwaniu mikroorganizmu w miejscu zakażenia. Ci sami autorzy wykazali również, że formy RSCV P. aeruginosa pobudzają neutrofile do wydzielania reaktywnych form tlenu (ROS). Należy podkreślić, że w odpowiedzi na zakażenie pobudzone neutrofile stymulują do wydzielania różnych związków przeciwdrobnoustrojowych np. peptydów przeciwdrobnoustrojowych czy właśnie reaktywnych form tlenu. Proces ten, właściwie kontrolowany, ma doprowadzić do zabicia patogennej bakterii. Przedłużająca się aktywność neutrofili może być już szkodliwa dla organizmu człowieka doprowadzając do uszkodzenia okolicznych tkanek. Autorzy wykazali zwiększone wydzielanie reaktywnych form tlenu przez neutrofile w odpowiedzi na formę RSCV niż na szczep dziki i jednocześnie zmniejszoną wrażliwość RSCV właśnie na związki o działaniu przeciwdrobnosutrojowym (reaktywne formy tlenu, peptydy przeciwdrobnoustrojowe czy H2O2). Wspomniane już wcześniej zjawisko autoagregacji i zwiększone wydzielanie ePS wydają się kluczowe w nadmiernym pobudzeniu neutrofili, ale jednocześnie w zwiększonej tolerancji form RSCV na związki o działaniu przeciwdrobnoustrojowym, pomimo silnej stymulacji neutrofili. Warto zaznaczyć, że RSCV stymulują do silnej, ale jednak nieskutecznej odpowiedzi immunologicznej [36].

4. Znaczenie kliniczne form SCV – opis wybranych przypadków

4.1. Gronkowce

Gronkowiec złocisty to czynnik etiologiczny zakażeń o różnym obrazie klinicznym: od łagodnych po ciężkie, zagrażające życiu człowieka [16, 23]. Może wywoływać infekcje miejscowe dotyczące praktycznie wszystkich tkanek i narządów jak i zakażenia ogólnoustrojowe [16]. Jest czynnikiem sprawczym m.in. zakażeń skóry, dróg oddechowych, miejsca operowanego, zakażeń związanych ze stosowaniem biomateriałów czy zatruć pokarmowych [6, 16]. Odgrywa istotną rolę w zakażeniach ortopedycznych. Zakażenia dotyczące kości i stawów o etiologii S. aureus mogą prowadzić do zniszczenia tkanki kostnej i chrząstki [23]. Zakażenia powodowane przez gronkowca złocistego mogę mieć przewlekły i nawracający charakter [23].

Za patogenność tych mikroorganizmów odpowiadają ich różnorodne czynniki chorobotwórczości, zarówno wydzielane toksyny, enzymy, struktury powierzchniowe czy ich zdolność do tworzenia biofilmu [6]. Czynniki te umożliwiają kolonizację, inwazję, niszczenie tkanek ustroju gospodarza czy uciekanie przed działaniem układu immunologicznego [6].

Gronkowce koagulazoujemne, z dominacją S. epidermidis, kolonizują skórę i błony śluzowe, stanowiąc istotny składnik mikrobioty skóry. Mikroorganizmy te mogą być czynnikiem etiologicznym zakażeń głównie u osób z zaburzonym funkcjonowaniem układu odpornościowego, czy z wprowadzonym do organizmu elementem obcym (biomateriałem). Ich chorobotwórczość związana jest z ogromnymi zdolnościami adhezji i wydzielaniem śluzu co może prowadzić do wytworzenia struktury biofilmu [2].

W przewlekły charakter zakażeń bardzo dobrze wpisują się warianty małych kolonii gronkowców. W literaturze możemy znaleźć opisy zakażeń, w których nawracający, przedłużający się charakter związany był najprawdopodobniej z pojawieniem się subpopulacji SCV [16].

Pierwsze przypadki nawracającego okołoprotezowego zakażenia stawów, których przyczyną stała się subpopulacja SCV S. aureus opisał Proctor i wsp. [38] w 1995 roku [16, 38]. SCV S. aureus wyizolowano od pięciu pacjentów. Wszystkie szczepy charakteryzowały się wolnym wzrostem, brakiem hemolizy, pigmentu i opornością na aminoglikozydy. Cztery z analizowanych szczepów powróciły do fenotypu prawidłowego w obecności menadionu, heminy i/lub CO2 [38].

Tande i wsp. [49] przeprowadzili charakterystykę porównawczą okołoprotezowego zapalenia stawów, które wywołane było przez formę SCV i szczep o fenotypie prawidłowym. Autorzy opisali również wyniki leczenia w obu grupach pacjentów. Do badań zakwalifikowali 113 pacjentów, przede wszystkim poddanych artroplastyce kolana. U 38 stwierdzili obecność formy SCV, u pozostałych 75 izolowano fenotyp prawidłowy. W obu grupach najczęściej izolowano S. epidermidis i S. aureus. W przypadku większości pacjentów okołoprotezowe zapalenie stawów miało charakter przewlekły, przy czym czas trwania objawów był prawie 3-krotnie dłuższy w przypadku pacjentów z SCV (491 dni do 165 dni). Szczegółowa analiza wykazała również, że pacjenci, od których izolowano subpopulację SCV częściej, przyjmowali przed zabiegiem związki o działaniu przeciwdrobnoustrojowym. Najczęściej były to tetracykliny, antybiotyki β-laktamowe, fluorochinolony i trimetoprim-sulfametoksazol. Część pacjentów stosowała aminoglikozydy w miejscowej aplikacji (cement). Jak zaznaczają autorzy miejscowa terapia przewciwdrobnoustrojowa może być istotna w selekcji subpopulacji SCV, szczególnie wydaje się istotne oddziaływanie stężeń subinhibicyjnych stosowanych antybiotyków [49].

Loss i wsp. [23] w 2019 roku opisali przypadek pacjenta z ostrym i nawrotowym zakażeniem po alloplastyce lewego kolana. W obu przypadkach izolowano gronkowca złocistego. Pierwsza izolacja miała miejsce podczas pierwszego, ostrego epizodu zakażenia (fenotyp prawidłowy). Kolejna, prawie 3 lata później, podczas nawrotu zakażenia (fenotyp SCV). Wykazano, że obie formy, zarówno szczep dziki jak i SCV, wykazywały zdolność do hemolizy i produkcję pigmentu. Kolonie SCV były 8-krotnie mniejsze i rosły wolniej w porównaniu do fenotypu prawidłowego. Obie formy wykazywały metycylinowrażliwość. Ściana komórkowa SCV była grubsza od ściany komórkowej fenotypu dzikiego. Autorzy pracy nie wykazali powrotu do fenotypu prawidłowego po inkubacji z menadionem, heminą czy tymidyną [23].

Bogut i wsp. [4] oceniali częstość izolacji subpopulacji SCV u pacjentów poddanych usunięciu protezy stawu biodrowego oraz u pacjentów z podejrzeniem okołoprotezowego zapalenia stawów. Autorzy przeprowadzili charakterystykę wyizolowanych form, określili ich auksotrofię (heminy, menadionu lub tymidyny), zdolność do tworzenia biofilmu (m.in. obecność operonu icaADBC) oraz wrażliwość na związki przeciwdrobnoustrojowe (cefoksytynę, erytromycynę, klindamycynę, rifampicynę, ciprofloksacynę, kwas fusydowy, kotrimoksazol, gentamycynę, wankomycynę, teikoplaninę i linezolid). Przez okres prawie 2 lat autorzy zakwalifikowali do badań 31 pacjentów. Materiał stanowiły pobrane śródoperacyjnie tkanki, płyn maziowy oraz usunięte elementy protetyczne (poddawane sonikacji). Hodowla prowadzona była w warunkach tlenowych jak i beztlenowych, identyfikacja zaś w oparciu o tradycyjne metody laboratoryjne jak i metody biologii molekularnej. Subpopulację SCV gronkowców udało się wyizolować od 6 pacjentów. Tylko w przypadku jednego pacjenta była to monokultura form SCV, w przypadku pozostałych stwierdzono obecność form SCV i fenotypu prawidłowego. Dominował S. epidermidis, od 1 pacjenta wyizolowano S. warneri. W przypadku siedmiu szczepów wykazano metycylinooporność. Siedem szczepów wykazywało również oporność na gentamycynę, czemu towarzyszyła auksotrofia względem heminy. Za wyjątkiem kotrimoksazolu wykazano taki sam profil wrażliwości na związki przeciwdrobnoustrojowe u form SCV i współizolowanych fenotypów prawidłowych. Formy SCV w przeciwieństwie do fenotypu prawidłowego były wrażliwe na kotrimoksazol. Silną zdolność do tworzenia biofilmu wykryto tylko u jednego szczepu, pozostałe tworzyły biofilm w stopniu umiarkowanym [4].

W 2018 roku [15] opisano przypadek pacjentki z nawracającą protetyczną infekcją stawu biodrowego, która najprawdopodobniej wywołana była przez formę SCV Staphylococcus argenteus. Autorzy pracy przeprowadzili charakterystykę zarówno formy SCV jak i fenotypu prawidłowego i podjęli próbę wyjaśnienia czynników stymulujących w organizmie pacjenta do przejścia komórek z fenotypu prawidłowego w formę SCV w korelacji ze stosowaną terapią przeciwdrobnoustrojową. Szczep wyizolowano z płynu stawowego jak i tkanki okołostawowej na różnych etapach zakażenia [15]. Pacjentka po 7 latach od przeprowadzenia endoprotezoplastyki stawu biodrowego zgłosiła się do szpitala z narastającym bólem lewego biodra. Uzyskano dodatni posiew pobranych materiałów. Terapię prowadzono z zastosowaniem wankomycyny jak i amikacyny. Pacjentka została wypisana ze szpitala po 7 dniach, po uzyskaniu poprawy klinicznej. W 89. dobie pacjentka ponownie została przyjęta do szpitala, stwierdzono ból i obrzęk lewego biodra. Zastosowano amikacynę i wankomycynę. Posiew materiałów pobranych do oceny mikrobiologicznej był ujemny. Po upływie 11 dni z tkanki okołoprotezowej pobranej okołooperacyjnie uzyskano posiew dodatni. Po 16 dniach pacjentka została wypisana ze szpitala w związku z uzyskaną poprawą kliniczną. Zastosowanie metod tradycyjnych jak i biologii molekularnej wykazała, że wyizolowane szczepy to S. argenteus. Wykazano również, że oba to pokrewne klony – szczep S. argenteus izolowany podczas pierwszej hospitalizacji to fenotyp prawidłowy, czy jak to określają autorzy „rodzicielski szczep” fenotypu SCV wyizolowanego podczas drugiej hospitalizacji. Stwierdzono różnice we właściwościach uzyskanych na różnych etapach zakażenia szczepów. Komórki o fenotypie SCV charakteryzowały się wolniejszym wzrostem, mniejszymi koloniami, wyższymi wartościami minimalnego stężenia hamującego wzrost dla amikacyny, mniejszą zjadliwością oraz zwiększoną zdolnością do przeżycia wewnątrzkomórkowego. Nie wykazano auksotrofii względem heminy, menadionu i tymidyny. Autorzy pracy wykazali, że wysokie stężenia amikacyny silnie indukowały do transformacji w formę SCV. Wykazano również szereg mutacji genomowych dotyczących fenotypu SCV co może mieć związek ze wzrostem czy zjadliwością tych form morfologicznych [15].

Askar i wsp. [1] opisali przypadek 50-letnej pacjentki z okołoprotezowym zapaleniem stawu kolanowego o etiologii S. lugdunensis. Z materiałów pobranych od pacjentki wyizolowano zarówno fenotyp prawidłowy jak i fenotyp SCV [1]. W okresie około 2 lat od wykonania zabiegu wszczepienia stawu kolanowego, pacjentka zgłosiła się na oddział ratunkowy z bólem kolana oraz drenującą przetoką. U pacjentki wykonano operację rewizyjną kolana, podczas której pobrano materiał do badań mikrobiologicznych. Autorzy pracy nie przeprowadzali charakterystyki wyizolowanych szczepów, ale zaznaczyli, że kolonie subpopulacji SCV były mniejsze i rosły wolniej aniżeli fenotyp prawidłowy. Zastosowana terapia obejmowała początkowo ceftriakson (zamieniony później na wankomycynę) i ryfampicynę i w dalszej terapii flukloksacylinę i ryfampicynę. Autorzy pracy w cytowanym opracowaniu opisują wiele przypadków okołoprotezowego zapalenia stawów kolanowego czy biodrowego o etiologii S. lugdunensis [1].

Kolejny zespół naukowców opisał przypadek 73-letniego pacjenta, od którego wyizolowano formę SCV S. aureus charakteryzującą się opornością na daptomycynę [22]. Pacjent skarżył się na obrzęk, ból i miejscowe podwyższenie temperatury ciała, został przyjęty do szpitala z rozpoznaniem septycznego zapalenia stawów. Pobrany płyn maziowy wykazał obecność Gram-dodatnich ziarniaków, hodowla z krwi obecność S. aureus. Pierwsza izolacja miała miejsce w dniu przyjęcia, pacjentowi zalecono stosowanie oksacyliny. Druga izolacja odbyła się w 6 dniu hospitalizacji (oksacylinę zastąpiono wankomycyną), trzecia w dniu 10. (wankomycynę zastąpiono daptomycyną). Dwie kolejne izolacje miały miejsce po długotrwałym stosowaniu daptomycyny. Analiza pokrewieństwa izolowanych szczepów przy zastosowaniu techniki PFGE wykazała różnice pomiędzy trzema pierwszymi i dwoma ostatnimi izolatami. Podobnie ocena wrażliwości wyizolowanych szczepów. Trzy pierwsze izolaty określono jako metycylinooporne, dwa ostatnie już jako metycylinowrażliwe i jednocześnie oporne na daptomycynę. U wszystkich wykazano fenotyp zmniejszonej wrażliwości na wankomycynę. Wszystkie izolaty były wrażliwe na linezolid i minocyklinę oraz oporne na erytromycynę, gentamycynę, kwas fusydowy oraz trimetoprim-sulfametoksazol. Ostatni szczep będący fenotypem SCV charakteryzował się powolnym wzrostem, mniejszymi koloniami i obecnością grubej ściany komórkowej [22].

Kolejne doniesienie omawia przypadek 46-letniego pacjenta, u którego w wyniku wypadku doszło do zamkniętego złamania kości ramieniowej. U pacjenta zastosowano zespolenie złamanych elementów kości (śruby) i wdrożono terapię przeciwdrobnoustrojową (cefoperazon z sulbaktamem i ceftazydym). Pacjent czuł się dobrze, po 2 tygodniach zaczął odczuwać uporczywy ból w okolicy złamania, a 6 miesięcy później doszło do wytworzenia ropnej przetoki. U pacjenta stosowano terapię przeciwbakteryjną, głównie cefalosporyny II i III generacji. Barwienie metodą Grama ropy pobranej od pacjenta wykazało obecność Gram-dodatnich ziarniaków, układających się w nieregularne skupiska. Posiew ropy wykazał obecność małych, niewykazujących hemolizy i bez produkcji barwnika kolonii. Wyizolowany szczep był wrażliwy na wankomycynę i oporny na oksacylinę, azytromycynę, kotrimoksazol i cefpodoksym. Wykazano auksotrofię względem menadionu [41].

Opisane przypadki nie świadczą tylko o udziale form SCV różnych gatunków gronkowców w zakażeniach ortopedycznych, głównie tych związanych ze stosowaniem biomateriałów. Tego rodzaju zakażenia mogą dotyczyć również dróg oddechowych, zakażeń skóry i tkanek miękkich, zakażeń ogólnoustrojowych czy zapalenia wsierdzia [16].

Yagci i wsp. [58] scharakteryzowali szczepy SCV S. aureus pochodzące od pacjentów chorujących na mukowiscydozę. Celem pracy było określenie zjadliwości jak i wrażliwości na antybiotyki form SCV, a także ocena pokrewieństwa genetycznego pomiędzy formą SCV i jego formą rodzicielską. Plwocinę i wymaz z gardła pobrano od 248 pacjentów. Określono rodzaj auksotrofii (heminy, tymidyny), wrażliwość na wybrane związki przeciwdrobnoustrojowe (oksacylina, gentamycyna, wankomycyna, ciprofloksacyna, linezolid, trimetoprim-sulfametoksazol, tygecyklina) a także podobieństwo genetyczne między szczepami (PFGE). Wykazano obecność S. aureus o fenotypie prawidłowym u 123 pacjentów, u 20 stwierdzono również obecność formy SCV. Dokumentacja medyczna wykazała, że najczęściej stosowanymi u pacjentów antybiotykami były amoksycylina z kwasem klawulanowym, ampicylina z sulkbaktamem oraz fluorochinolony. U czterech pacjentów zastosowano gentamycynę. Małe kolonie zaobserwowano u większości szczepów SCV, niewielka część szczepów tworzyła punktowe kolonie lub o wyglądzie sadzonego jaja. Nie wykryto szczepów menadionozależnych, sześć szczepów wykazywało auksotrofię dla tymidyny, wśród nich jeden dodatkowo dla heminy. Nie wykazano znaczących różnic w oznaczeniu wrażliwości na oksacylinę, trimetoprim-sulfametoksazol, ciprofloksacynę i gentamycynę pomiędzy fenotypem prawidłowym i formą SCV. Wykazano wyższe wartości minimalnego stężenia hamującego wzrost dla tygecykliny u form SCV aniżeli u ich odpowiedników prawidłowych. U 14 pacjentów stwierdzono podobieństwo genetyczne pomiędzy formą SCV i fenotypem prawidłowym. Wszystkie szczepy z auksotrofią dla tymidyny były oporne na trimetoprim-sulfametoksazol [58].

Bhattaacharyya i wsp. [3] opisali przypadek infekcyjnego zapalenia wsierdzia o etiologii SCV S. aureus u dziecka [3]. Dziewczynka została przyjęta na oddział pediatryczny z objawami niewydolności oddechowej, gorączką i obrzękiem nóg. Osłuchiwanie klatki piersiowej wykazało szmery przedsercowe, a echokardiografia ubytek przegrody międzykomorowej. Zalecono terapię cefrtiaksonem i amikacyną. Przed podaniem antybiotyków pobrano krew na posiew. Wykazano wzrost małych, niewykazujących hemolizy kolonii, dodatnich w teście na koagulazę. Ocena wrażliwości wykazała wrażliwość na tetracyklinę, amikacynę, erytromycynę, kotrimoksazol i ofloksacynę oraz oporność na oksacylinę. Wykazano auksotrofię dla menadionu [3].

Von Eiff [55] opisał przypadek uporczywej infekcji skóry wywołanej przez różne fenotypy S. aureus u pacjenta z chorobą Dariera [55]. Jak zaznacza autor, do zaostrzenia choroby może dojść w wyniku zakażenia bakteryjnego. Przez okres 28 miesięcy pobierano materiał od pacjenta, przede wszystkim wymazy i materiał pobrany biopsją cienkoigłową z objętych chorobowo zmian na skórze. Dodatkowo pobrano wymaz z przedsionka nosa. Wykazano obecność fenotypu prawidłowego bakterii jak i subpopulcję SCV. Obie formy morfologiczne wykazywały oporność na metycylinę, fenotyp SCV wykazywał 32-krotnie wyższe wartości minimalnego stężenia hamującego wzrost dla gentamycyny. Analiza PFGE wykazała obecność 7 genotypów, wśród nich 4 genotypów SCV. Wykazano również, że formy SCV utrzymywały się wewnątrzkomórkowo znacznie lepiej aniżeli odpowiadające im fenotypy prawidłowe. Jak zaznaczają autorzy zdolność utrzymywania się wewnątrzkomórkowo i stosunkowo niska zjadliwość form SCV jest przyczyną nawrotów zakażenia. Gdy mamy do czynienia z zakażeniem trudnym do leczenia, utrzymującym się długo i bez poprawy klinicznej warto zastanowić się nad możliwością poprowadzenia diagnostyki w kierunku form SCV [55].

Na potrzeby artykułu przedstawiono opisy tylko niektórych historii pacjentów, w przypadku których czynnikiem zakażeń były formy SCV gronkowców. Autorzy opracowania zachęcają do szerszego zapoznania się dostępnymi w literaturze opisami klinicznymi przypadków [16, 56].

4.2. Pseudomonas aeruginosa

Pałeczka ropy błękitnej, podobnie jak gronkowiec złocisty, dysponuje znaczną liczbą czynników patogenności, które pozwalają na adhezję do komórek gospodarza i do elementów obcych, inwazję czy unikanie mechanizmów odpornościowych organizmu człowieka. Wywołuje zakażenia oportunistyczne, będąc zagrożeniem przede wszystkim dla chorych na mukowiscydozę, pacjentów z rozległymi oparzeniami, czy osób w głębokiej immunosupresji. Może powodować zapalenie oskrzeli, płuc, ropne infekcje ran, zapalenie mieszków włosowych, zapalenie ucha zewnętrznego, bakteriemię, zapalenie wsierdzia czy zakażenia układu moczowego [54]. W literaturze można spotkać opisy przypadków klinicznych różnych zakażeń związanych z tworzeniem form SCV tych mikroorganizmów [30, 43].

Schneider i wsp. [43] opisali przypadki jednoczesnej izolacji S. aureus i P. aeruginosa z dróg oddechowych od pacjentów chorych na mukowiscydozę. Autorzy pracy przez okres 3 miesięcy pobrali i przebadali 148 próbek pochodzących z dróg oddechowych od 98 pacjentów. Uzyskane wyniki badań mikrobiologicznych zostały skorelowane z historią choroby i danymi pacjenta: masą ciała, oceną czynności płuc, ciśnieniem parcjalnym tlenu w tkankach, a także stosowanym leczeniem przez okres ostatnich 36 miesięcy. Grupę kontrolną stanowili pacjenci, u których nie stwierdzono obecności subpopulacji SCV. U 84 osób stwierdzono obecność S. aureus lub P. aeruginosa. U 18 pacjentów wykazano obecność obu tych mikroorganizmów jednocześnie. Fenotyp SCV wyizolowano od 17 pacjentów, S. aureus u 8 pacjentów, a P. aeruginosa u 9. Analiza porównawcza wykazała, że formy SCV izolowane były od osób w bardziej zawansowanym stadium choroby, w przypadku pacjentów z obecnością SCV P. aeruginosa testy czynnościowe układu oddechowego były istotnie gorsze. Pacjenci z wykazaną obecnością form SCV P. aeruginosa mieli niedowagę. Pacjenci, od których izolowano SCV S. aureus byli częściej i dłużej leczeni aminoglikozydami i kotrimoksazolem [43].

Müsken i wsp. [30] określali aktywność aztreonamu, kolistyny i tobramycyny wobec form planktonowych P. aeruginosa jak i tworzących biofilm. Autorzy pracy zebrali 113 izolatów P. aeruginosa, szczepy izolowano z plwociny chorych na mukowiscydozę. W przypadku niektórych pacjentów wykazano obecność jednej odmiany morfologicznej, w przypadku innych różne odmiany morfologiczne, w tym śluzowe kolonie jak i formy SCV. Badacze wyznaczyli wartość minimalnego stężenia hamującego wzrost dla wybranych związków przeciwdrobnoustrojowych jak i zdolność do tworzenia biofilmu przez izolowane szczepy P. aeruginosa. W przypadku fenotypu SCV wykazano wyższe wartości MIC dla zastosowanych antybiotyków [30].

Kolejny zespół zbadał częstość izolacji SCV P. aeruginosa od pacjentów chorujących na mukowiscydozę. Autorzy pracy podjęli próbę korelacji stanu klinicznego z częstością izolacji fenotypu SCV. Badacze wzięli pod uwagę zastosowane leczenie u pacjenta, wzrost, wagę oraz parametry czynności płuc. Materiał stanowiły próbki plwociny lub głęboki wymaz z gardła. P. aeruginosa wyizolowano od 86 pacjentów, subpopulację SCV stwierdzono u 33. Oznaczono wrażliwość wyizolowanych szczepów na aminoglikozydy (tobramycyna, amikacyna), chinolony (ciprofloksacyna, ofloksacyna), kolistynę i antybiotyki β-laktamowe (azlocylina, piperacylina, ceftazydym, cefepim, aztreonam, meropenem). Wielkość i morfologię komórki oceniono z zastosowaniem mikroskopii elektronowej. Hodowla wykazała obecność mniejszych kolonii SCV niż fenotypu prawidłowego. Mikroskopia nie wykazała jednak znaczących różnic w wielkości czy morfologii komórek obu form. Wykazano wyższe (2–8x) wartości minimalnego stężenia hamującego wzrost form SCV w porównaniu do fenotypu prawidłowego. Formy SCV były częściej izolowane od pacjentów przyjmujących codzienną dawkę antybiotyku w aerozlu. Autorzy pracy wykazali korelację między izolacją SCV, a słabą czynnością płuc i zmniejszeniem masy ciała pacjentów [12].

4.3. SCV innych mikroorganizmów

W literaturze można znaleźć opisy przypadków klinicznych, gdzie czynnikiem sprawczym były formy SCV innych niż gronkowiec złocisty czy pałeczka ropy błękitnej mikroorganizmów [9, 31, 35].

Nagano i wsp. [31] opisali przypadek dziewczynki z nawracającym zapaleniem pęcherza moczowego. Czynnikiem sprawczym okazał się tymidynozależny fenotyp SCV E. coli. Jak zaznaczają autorzy dziewczynka podczas nawracających objawów zapalenia pęcherza leczona była trimetoprimem-sulfametoksazolem. W izolacie SCV wykryto delecję w genie thyA [31].

Podobnie kolejny zespół scharakteryzował przypadek zakażenia układu moczowego u 86-letniej pacjentki, które również wywołane było przez subpopulację Small Colony Variants E. coli. Autorzy wykazali, że był to fenotyp zależny od CO2 – forma SCV w obecności CO2 wracała do fenotypu prawidłowego [35].

Odnotowano również przypadek zapalenia wsierdzia wywołany przez odmianę małych wariantów kolonii E. faecium. Pacjentkę (71 lat) cierpiącą na niedomykalność zastawki trójdzielnej i dwudzielnej poddano zabiegowi implantacji zastawki mitralnej i annuloplastyki. Sześć miesięcy po zabiegu operacyjnym kobieta zgłosiła się na oddział ratunkowy z dyskomfortem w klatce piersiowej, tkliwością w bliźnie pooperacyjnej, gorączką, ciśnieniem krwi 125/54 mm Hg, podczas osłuchiwania serca lekarz stwierdził obecność wieloogniskowego szmeru skurczowego. Pacjentka zgłaszała też ogólne osłabienie i jadłowstręt odczuwane od zabiegu operacyjnego. Pacjentka została przyjęta na oddział kardiologiczny z rozpoznanym zapaleniem wsierdzia. Posiew krwi wykazał obecność 2 odmian morfologicznych E. faecium – fenotyp SCV i formę prawidłową. Subpolucja SCV charakteryzowała się wolniejszym wzrostem. Nie wykazano auksotrofii dla dinukleotydu nikotynoamidoadeninowego (NAD), menadionu, heminy czy tiaminy [9].

Jak zaznaczają autorzy formę SCV E. faecalis opisano po raz pierwszy w 2009 roku a SCV E. faecium w 2012. SCV E. faecalis są zróżnicowane pod względem wielkości i kształtu, a ich ściana komórkowa jest grubsza niż u fenotypu prawidłowego. Wykazują auksotrofię zależną od różnych substratów i mają większą zdolność do inwazji [9].

Kolejny zespół opisał przypadek izolacji form SCV Burkholderia pseudomallei od pacjenta z ropniem wątroby. 50-letni mężczyzna zgłosił się do szpitala z powodu wysokiej gorączki i bólu brzucha. Badanie ultrasonograficzne jamy brzusznej wykazało powiększenie wątroby z licznymi hypoechogenicznymi zmianami. Z materiału pobranego poprzez nakłucie ropnia wyizolowano 2 odmiany morfologiczne B. pseudomallei: fenotyp prawidłowy i warianty małych kolonii. Ocena wrażliwości wyizolowanych form morfologicznych wykazała znacznie wyższe wartości MIC dla doksycykliny, ceftazydymu, imipenemu, meropenemu i trimetoprimu-sulfametoksazolu w przypadku fenotypu SCV. Oprócz zmniejszonej wrażliwości formy SCV charakteryzowały się mniejszą wielkością kolonii i wolniejszym tempem wzrostu [57].

5. Podsumowanie

Chociaż pierwsze informacje o tworzeniu nowych, różniących się od fenotypu prawidłowego komórek SCV, pojawiły się ponad 100 lat temu, nie wszystkie mechanizmy dotyczące ich powstawania są wyjaśnione. Można przypuszczać, że tworzenie się form Small Colony Variants to jedna ze strategii przetrwania mikroorganizmów, być może forma przystosowawcza do panujących, często niekorzystnych, warunków otoczenia. SCV daje szansę na ucieczkę przed mechanizmami odpornościowymi organizmu człowieka, działaniem antybiotyków czy innych związków przeciwdrobnoustrojowych, a także na kolonizację i w konsekwencji rozwój zakażenia [16, 45].

Znajomość właściwości form SCV i ich znaczenia klinicznego może przyczynić się do właściwego postępowania diagnostycznego i terapeutycznego.

References


  1. Askar M., Bloch B., Bayston R.: Small-colony variant of Staphylococcus lugdunensis in prosthetic joint infection. Arthroplasty Today, 4, 257–260 (2018)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  2. Becker K., Heilmann Ch., Peters G.: Coagulase-Negative Staphylococci. Clin Microbiol Rev. 27, 870–926 (2014)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  3. Bhattacharyya S., Roy S., Mukhopadhyay P.K., Rit K., Dey J.B., Ganguly U., Ray R.: Small Colony variants of Staphylococcus aureus isolated from a patient with infective endocarditis: a case report and review of the literature. Iran J. Microbiol. 4, 98–99 (2012)
    [PUBMED]
  4. Bogut A., Niedźwiadek J., Kozioł-Montewka M., Strzelec-Nowak D., Blacha J., Mazurkiewicz T., Marczyński W., Plewik D.: Characterization of Staphylococcus epidermidis and Staphyloccocus warneri small-colony variants associated with prosthetic-joint infections. J. Med. Microbiol. 63, 176–185 (2014)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  5. Cao S., Huseby D.L., Brandis G., Hughes D.: Alternative evolutionary pathways for drug-resistant small colony variant mutants in Staphylococcus aureus. Mbio, 8, e00358–17 (2017)
    [PUBMED]
  6. Cheung G.Y.C., Bae J.S., Otto M.: Pathogenicity and virulence of Staphylococcus aureus. Virulence, 12, 547–569 (2021)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  7. Churkina L.N., Bidnenko S.I., Lopes dos Santos Santiago G., Vaneechoutte M., Avdeeva L.V., Lutko O.B., Oserjanskaja N.M.: Application of the antibiotic batumin for accurate and rapid identification of staphylococcal small colony variants. BMC Res. Notes. 5, DOI: 10.1186/1756-0500-5-374 (2012)
    [CROSSREF]
  8. de Vor L., Rooijakkers S.H.M., van Strijp J.A.G.: Staphylococci evade the innate immune response by disarming neutrophils and forming biofilms. FEBS Letters, 594, 2556–2569 (2020)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  9. Egido S.H., Ruiz M.S., Inés Revuelta S., García I.G., Bellido J.L.: Enterococcus faecium small colony variant endocarditis in an immunocompetent patient. New Microbes New Infect. 14, 47–49 (2015)
  10. Farnia P., Farnia P., Ghanavi J., Zhavnerko G.K., Poleschuyk N.N., Velayati A.A.: A review on the shape changes in pathogenic bacteria with emphasis on Mycobacterium tuberculosis. Biomed. Biotechnol. Res. J. 2, 242–246 (2018)
  11. Garcia L.G., Lemaire S., Kahl B.C., Becker K., Proctor R.A., Denis O., Tulkens P.M., Van Bambeke F.: Antibiotic activity against small-colony variants of Staphylococcus aureus: review of in vitro, animal and clinical data. J. Antimicrob. Chemother. 68, 1455–1464 (2013)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  12. Häußler S., Tümmler B., Weißbrodt H., Rohde M., Steinmetz I.: Small-Colony Variants of Pseudomonas aeruginosa in Cystic Fibrosis, Clin. Infect. Dis. 29, 621–625 (1999)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  13. Ierardi E., Losurdo G., Mileti M., Paolillo R., Giorgio F., Principi M., Di Leo A.: The puzzle of coccoid forms of Helicobacter pylori: beyond basic science. Antibiotics, 9, DOI: 10.3390/antybiotyki9060293
  14. Irvine S., Bunk B., Bayes H.K., Spröer C., Connolly J.P.R., Six A., Evans T.J., Roe A.J., Overmann J., Walker D.: Genomic and transcriptomic characterization of Pseudomonas aeruginosa small colony variants derived from a chronic infection model. Microb. Genom. 5, DOI: 10.1099/mgen.0.000262 (2019)
  15. Jiang B., Hu X.: i wsp. Clinical Staphylococcus argenteus Develops to Small Colony Variants to Promote Persistent Infection. Front. Microbiol. 9, DOI: 10.3389/fmicb.2018.01347 (2018)
  16. Kahl B.C., Becker K., Löffler B.: Clinical Significance and Pathogenesis of Staphylococcal Small Colony Variants in Persistent Infections. Clin. Microbiol. Rev. 29, 401–427 (2016)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  17. Karauzum H., Datta S.K.: Adaptive immunity against Staphylococcus aureus. Curr Top. Microbiol. Immunol. 409, 419–439 (2017)
    [PUBMED]
  18. Kołodyński J., Ledzińska M., Jankowski S.: Zakażenia bakteryjne a mukowiscydoza. Adv. Clin. Exp. Med. 13, 471–476 (2004)
  19. Kriegeskorte A., Lorè N.I., Bragonzi A., Riva C., Kelkenberg M., Becker K., Proctor R.A., Peters G., Kahl B.C.: Thymidine-dependent Staphylococcus aureus small-colony variants are induced by trimethoprim-sulfamethoxazole (SXT) and have increased fitness during SXT challenge. Antimicrob. Agents. Chemother. 59, 7265–7272 (2015)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  20. Krzyżek P., Grande R.: Review transformation of Helicobacter pylori into coccoid forms as a challenge for research determining activity of antimicrobial substances. Pathogens, 9, DOI: 10.3390/pathogens9030184 (2020)
  21. Lee J., Zilm P.S., Kidd S.P.: Novel research models for Staphylococcus aureus small colony variants (scv) development: co-pathogenesis and growth rate. Front. Microbiol. 11, DOI: 10.3389/fmicb.2020.00321 (2020)
  22. Lin Y.T., Tsai J.C., Yamamoto T., Chen H.J., Hung W.C., Hsueh P.R., Teng L.J.: Emergence of a small colony variant of vancomycin-intermediate Staphylococcus aureus in a patient with septic arthritis during long-term treatment with daptomycin. J Antimicrob. Chemother. 71, 1807–1814 (2016)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  23. Loss G., Laurent F.: i wsp. Staphylococcus aureus Small Colony Variants (SCVs): News from a chronic prosthetic joint infection. Front. Cell. Infect. Microbiol. 9, DOI: 10.3389/fcimb.2019.00363 (2019)
    [CROSSREF]
  24. Louise Cullen L., McClean S.: Bacterial Adaptation during Chronic Respiratory Infections. Pathogens, 4, 66–89 (2015)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  25. Magryś A., Deryło K., Bogut A., Olender A., Tchórzewski M.: Intraphagolysosomal conditions predispose to Staphylococcus epidermidis small colony variants persistence in macrophages. Plos One, 13, e0207312 (2018)
    [CROSSREF]
  26. Malone J.G.: Role of small colony variants in persistence of Pseudomonas aeruginosa infections in cystic fibrosis lungs. Infect. Drug Resist. 8, 237–247 (2015)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  27. Mauch R.M., Jensen P.Ø., Moser C., Levy C.E., Høiby N.: Mechanisms of humoral immune response against Pseudomonas aeruginosa biofilm infection in cystic fibrosis. J. Cyst. Fibros. 17, 143–152 (2018)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  28. Meriläinen L., Herranen A., Schwarzbach A., Gilbert L.: Morphological and biochemical features of Borrelia burgdorferi pleomorphic forms. Microbiology, 161, 516–527 (2015)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  29. Mirani Z.A., Urooj S., Zeesahn F., Kha M.N., Aziz M., Shaikh I.A., Khan A.B.: Role of phenotypic switching in stability and persistence of Pseudomonas aeruginosa biofilms. J. Microbiol. Infect. Dis. 10, 10–17 (2020)
    [CROSSREF]
  30. Müsken M., Klimmek K., Sauer-Heilborn A., Donnert M., Sedlacek L., Suerbaum S., Häussler S.: Towards individualized diagnostics of biofilm-associated infections: a case study. NPJ Biofilms Microbiomes, 28, DOI: 10.1038/s41522-017-0030-5 (2017)
  31. Nagano N., Kawakami Y., Matsumoto T., Tanimoto K., Kashihara M., Nagata M., Honjyo H., Yamamoto K., Takada A., Sugiura T.: Isolation of thymidine-dependent and extended-spectrum-β-lactamase-producing Escherichia coli small-colony variant from urine of a septuagenarian female patient with recurrent cystitis: A case report with genetic investigation. J. Infect. Chemother. 26, 1066–1069 (2020)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  32. Noble S.M., Gianetti B.A., Witchley J.N.: Candida albicans cell type switches and functional plasticity in the mammalian host. Nat. Rev. Microbiol. 15, 96–108 (2017)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  33. Onyango L.A., Hugh Dunstan R., Roberts T.K., Macdonald M.M., Gottfries J.: Phenotypic variants of staphylococci and their underlying population distributions following exposure to stress. Plos One, 8, e77614 (2013)
    [CROSSREF]
  34. Ou J.J.J., Drilling A.J., Cooksley C., Bassiouni A., Kidd S.P., Psaltis A.J., Wormald P.J., Vreugde S.: Reduced innate immune response to a Staphylococcus aureus small colony variant compared to its wild-type parent strain. Front. Cell. Infect. Microbiol. 6, DOI: 10.3389/fcimb.2016.00187 (2016)
  35. Park Y.J., Le Phuong N., Pinto N.A., Kwon M.J., D’Souza R., Byun J.H., Sung H., Yong D.: Urinary tract infection caused by a small colony variant form of capnophilic Escherichia coli leading to misidentification and non-reactions in antimicrobial susceptibility tests. Antimicrob. Resist. Infect. Control. 20, DOI: 10.1186/s13756-018-0438-6 (2018)
  36. Pestrak M.J., Chaney S.B., Eggleston H.C., Dellos-Nolan S., Dixit S., Mathew-Steiner S.S., Roy S., Parsek M.R., Sen Ch.K., Wozniak D.J.: Pseudomonas aeruginosa rugose small colony variants evade host clearance, are hyperinflammatory, and persist in multiple host environments. Plos Pathog. 14, e1006842 (2018)
    [CROSSREF]
  37. Podgórska B., Kędzia D.: From a commensal to a pathogen – two faces of Staphylococcus epidermidis. Post. Mikrobiol. 57, 338–348 (2018)
    [CROSSREF]
  38. Proctor R.A., van Langevelde P., Kristjansson, M., Maslow J.N., Arbeit R.D.: Persistent and relapsing infections associated with small-colony variants of Staphylococcus aureus. Clin Infect Dis. 20, 95–102 (1995)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  39. Proctor R.A., von Eiff C., Kahl B.C., Becker K., McNamara P., Herrmann M., Peters G.: Small colony variants: a pathogenic form of bacteria that facilitates persistent and recurrent infections. Nat. Rev. Microbiol. 4, DOI: 10.1038/nrmicro1384 (2006)
    [CROSSREF]
  40. Riquelme S.A., Wong Fok Lung T., Prince A.: Pulmonary Pathogens Adapt to Immune Signaling Metabolites in the Airway. Front. Immunol. 11, DOI: 10.3389/fimmu.2020.00385 (2020)
    [CROSSREF]
  41. Rit K.: A case report of Small Colony variant of Staphylococcus aureus isolated from a patient with chronic oesteomyelitis in a tertiary care hospital of eastern India. Adv. Biomed. Res. 3, DOI: 10.4103/2277-9175.124683 (2014)
    [PUBMED]
  42. Rudenko N., Golovchenko M., Kybicova K., Vancova M.: Metamorphoses of Lyme disease spirochetes: phenomenon of Borrelia persisters. Parasites Vectors, 12, DOI: 10.1186/s13071-019-3495-7 (2019)
    [CROSSREF]
  43. Schneider M., Muhlemann K., Droz S., Couzinet S., Casaulta C., Zimmerli S.: Clinical characteristics associated with isolation of small-colony variants of Staphylococcus aureus and Pseudomonas aeruginosa from respiratory secretions of patients with cystic fibrosis. J. Clin. Microbiol. 46, 1832–1834 (2008)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  44. She P., Liu Y., Luo Z., Chen L., Zhou L., Hussain Z., Wu Y.: PA2146 Gene knockout is associated with Pseudomonas aeruginosa pathogenicity in macrophage and host immune response. Front. Cell. Infect. Microbiol. 10, DOI: 10.3389/fcimb.2020.559803 (2020)
  45. Stoneham S.M., Cantillon D.M., Waddell S.J., Llewelyn M.J.: Spontaneously occurring small-colony variants of Staphylococcus aureus show enhanced clearance by THP-1 macrophages. Front. Microbiol. 11, DOI: 10.3389/fmicb.2020.01300 (2020)
    [CROSSREF]
  46. Strzelec-Nowak D., Bogut A., Niedźwiadek J., Kozioł-Montewka M., Sikora A.: Mikrobiologiczna diagnostyka zakażeń implantów stawu biodrowego. Post. Mikrobiol. 51, 219–225 (2012)
  47. Szosland-Fałtyn A., Bartodziejska B.: Campylobacter jejuni Kameleon wśród bakterii – formy morfologiczne oraz ich patogenność. Kosmos Problemy Nauk Biologicznych, 67, 591–595 (2018)
  48. Tan N.C., Cooksley C.M., Roscioli E., Drilling A.J., Douglas R., Wormald P.J., Vreugde S.: Small-colony variants and phenotype switching of intracellular Staphylococcus aureus in chronic rhinosinusitis. Allergy, 69, 1364–1371, DOI: 10.1111/all.12457 (2014)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  49. Tande A.J., Osmon D.R., Greenwood-Quaintance K.E., Mabry T.M., Hanssen A.D., Patel R.: Clinical characteristics and outcomes of prosthetic joint infection caused by small colony variant staphylococci. mBio, 30, e01910-14 (2014)
  50. Trafny E.A.: Wewnątrzkomórkowe bakterie względnie chorobotwórcze w zakażeniach górnych dróg oddechowych i ucha. Post. Mikrobiol. 51, 277–290 (2012)
  51. Tuchscherr L., Heitmann V., Hussain M., Viemann D., Roth J., von Eiff Ch., Peters G., Becker K., Lo¨ffler B.: Staphylococcus aureus Small-Colony Variants Are Adapted Phenotypes for Intracellular Persistence. J. Infect. Dis. 202, 1031–1040 (2010)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  52. Tuchscherr L., Lo¨ffler B.: i wsp. Staphylococcus aureus develops increased resistance to antibiotics by forming dynamic small colony variants during chronic osteomyelitis. J. Antimicrob. Chemother. 71, 438–448 (2016)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  53. Tuchscherr L., Löffler B., Proctor R.A.: Persistence of Staphylococcus aureus: multiple metabolic pathways impact the expression of virulence factors in small-colony variants (SCVs). Front. Microbiol. 11, DOI: 10.3389/fmicb.2020.01028 (2020)
    [CROSSREF]
  54. Urbanowicz P., Gniadkowski M.: CIĘŻKOZBROJNY” Pseudomonas aeruginosa: maecahnizmy lekooporności i ich tło genetyczne. Kosmos. Problemy Nauk Biologicznych, 66, 11–29 (2017)
  55. von Eiff Ch., Becker K., Metze D., Lubritz G., Hockmann J., Schwarz T., Peters G.: Intracellular Persistence of Staphylococcus aureus Small-Colony Variants within Keratinocytes: A Cause for Antibiotic Treatment Failure in a Patient with Darier’s Disease.Clin. Infect. Dis. 32, 1643–1647 (2001)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  56. von Eiff Ch., Vaudaux P., Kahl B.C., Lew D., Emler S., Schmidt A., Peters G., Proctor R.A.: Bloodstream infections caused by small-colony variants of coagulase-negative staphylococci following pacemaker implantation. Clin. Infect. Dis. 29, 932–934 (1999)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  57. Wang X., Zheng X., Huang M., Liu L.: A comparative genomic analysis of small-colony variant and wild-type Burkholderia pseudomallei in a patient with bacterial liver abscess. J. Glob. Antimicrob. Res. 21, 16–21 (2020)
    [CROSSREF]
  58. Yagci S., Hascelik G., Dogru D., Ozceli U., Senar B.: Prevalence and genetic diversity of Staphylococcus aureus small-colony variants in cystic fibrosis patients. Clin. Microbiol. Infect. 19, 77–84 (2013)
    [PUBMED] [CROSSREF]
XML PDF Share

FIGURES & TABLES

REFERENCES

  1. Askar M., Bloch B., Bayston R.: Small-colony variant of Staphylococcus lugdunensis in prosthetic joint infection. Arthroplasty Today, 4, 257–260 (2018)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  2. Becker K., Heilmann Ch., Peters G.: Coagulase-Negative Staphylococci. Clin Microbiol Rev. 27, 870–926 (2014)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  3. Bhattacharyya S., Roy S., Mukhopadhyay P.K., Rit K., Dey J.B., Ganguly U., Ray R.: Small Colony variants of Staphylococcus aureus isolated from a patient with infective endocarditis: a case report and review of the literature. Iran J. Microbiol. 4, 98–99 (2012)
    [PUBMED]
  4. Bogut A., Niedźwiadek J., Kozioł-Montewka M., Strzelec-Nowak D., Blacha J., Mazurkiewicz T., Marczyński W., Plewik D.: Characterization of Staphylococcus epidermidis and Staphyloccocus warneri small-colony variants associated with prosthetic-joint infections. J. Med. Microbiol. 63, 176–185 (2014)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  5. Cao S., Huseby D.L., Brandis G., Hughes D.: Alternative evolutionary pathways for drug-resistant small colony variant mutants in Staphylococcus aureus. Mbio, 8, e00358–17 (2017)
    [PUBMED]
  6. Cheung G.Y.C., Bae J.S., Otto M.: Pathogenicity and virulence of Staphylococcus aureus. Virulence, 12, 547–569 (2021)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  7. Churkina L.N., Bidnenko S.I., Lopes dos Santos Santiago G., Vaneechoutte M., Avdeeva L.V., Lutko O.B., Oserjanskaja N.M.: Application of the antibiotic batumin for accurate and rapid identification of staphylococcal small colony variants. BMC Res. Notes. 5, DOI: 10.1186/1756-0500-5-374 (2012)
    [CROSSREF]
  8. de Vor L., Rooijakkers S.H.M., van Strijp J.A.G.: Staphylococci evade the innate immune response by disarming neutrophils and forming biofilms. FEBS Letters, 594, 2556–2569 (2020)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  9. Egido S.H., Ruiz M.S., Inés Revuelta S., García I.G., Bellido J.L.: Enterococcus faecium small colony variant endocarditis in an immunocompetent patient. New Microbes New Infect. 14, 47–49 (2015)
  10. Farnia P., Farnia P., Ghanavi J., Zhavnerko G.K., Poleschuyk N.N., Velayati A.A.: A review on the shape changes in pathogenic bacteria with emphasis on Mycobacterium tuberculosis. Biomed. Biotechnol. Res. J. 2, 242–246 (2018)
  11. Garcia L.G., Lemaire S., Kahl B.C., Becker K., Proctor R.A., Denis O., Tulkens P.M., Van Bambeke F.: Antibiotic activity against small-colony variants of Staphylococcus aureus: review of in vitro, animal and clinical data. J. Antimicrob. Chemother. 68, 1455–1464 (2013)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  12. Häußler S., Tümmler B., Weißbrodt H., Rohde M., Steinmetz I.: Small-Colony Variants of Pseudomonas aeruginosa in Cystic Fibrosis, Clin. Infect. Dis. 29, 621–625 (1999)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  13. Ierardi E., Losurdo G., Mileti M., Paolillo R., Giorgio F., Principi M., Di Leo A.: The puzzle of coccoid forms of Helicobacter pylori: beyond basic science. Antibiotics, 9, DOI: 10.3390/antybiotyki9060293
  14. Irvine S., Bunk B., Bayes H.K., Spröer C., Connolly J.P.R., Six A., Evans T.J., Roe A.J., Overmann J., Walker D.: Genomic and transcriptomic characterization of Pseudomonas aeruginosa small colony variants derived from a chronic infection model. Microb. Genom. 5, DOI: 10.1099/mgen.0.000262 (2019)
  15. Jiang B., Hu X.: i wsp. Clinical Staphylococcus argenteus Develops to Small Colony Variants to Promote Persistent Infection. Front. Microbiol. 9, DOI: 10.3389/fmicb.2018.01347 (2018)
  16. Kahl B.C., Becker K., Löffler B.: Clinical Significance and Pathogenesis of Staphylococcal Small Colony Variants in Persistent Infections. Clin. Microbiol. Rev. 29, 401–427 (2016)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  17. Karauzum H., Datta S.K.: Adaptive immunity against Staphylococcus aureus. Curr Top. Microbiol. Immunol. 409, 419–439 (2017)
    [PUBMED]
  18. Kołodyński J., Ledzińska M., Jankowski S.: Zakażenia bakteryjne a mukowiscydoza. Adv. Clin. Exp. Med. 13, 471–476 (2004)
  19. Kriegeskorte A., Lorè N.I., Bragonzi A., Riva C., Kelkenberg M., Becker K., Proctor R.A., Peters G., Kahl B.C.: Thymidine-dependent Staphylococcus aureus small-colony variants are induced by trimethoprim-sulfamethoxazole (SXT) and have increased fitness during SXT challenge. Antimicrob. Agents. Chemother. 59, 7265–7272 (2015)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  20. Krzyżek P., Grande R.: Review transformation of Helicobacter pylori into coccoid forms as a challenge for research determining activity of antimicrobial substances. Pathogens, 9, DOI: 10.3390/pathogens9030184 (2020)
  21. Lee J., Zilm P.S., Kidd S.P.: Novel research models for Staphylococcus aureus small colony variants (scv) development: co-pathogenesis and growth rate. Front. Microbiol. 11, DOI: 10.3389/fmicb.2020.00321 (2020)
  22. Lin Y.T., Tsai J.C., Yamamoto T., Chen H.J., Hung W.C., Hsueh P.R., Teng L.J.: Emergence of a small colony variant of vancomycin-intermediate Staphylococcus aureus in a patient with septic arthritis during long-term treatment with daptomycin. J Antimicrob. Chemother. 71, 1807–1814 (2016)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  23. Loss G., Laurent F.: i wsp. Staphylococcus aureus Small Colony Variants (SCVs): News from a chronic prosthetic joint infection. Front. Cell. Infect. Microbiol. 9, DOI: 10.3389/fcimb.2019.00363 (2019)
    [CROSSREF]
  24. Louise Cullen L., McClean S.: Bacterial Adaptation during Chronic Respiratory Infections. Pathogens, 4, 66–89 (2015)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  25. Magryś A., Deryło K., Bogut A., Olender A., Tchórzewski M.: Intraphagolysosomal conditions predispose to Staphylococcus epidermidis small colony variants persistence in macrophages. Plos One, 13, e0207312 (2018)
    [CROSSREF]
  26. Malone J.G.: Role of small colony variants in persistence of Pseudomonas aeruginosa infections in cystic fibrosis lungs. Infect. Drug Resist. 8, 237–247 (2015)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  27. Mauch R.M., Jensen P.Ø., Moser C., Levy C.E., Høiby N.: Mechanisms of humoral immune response against Pseudomonas aeruginosa biofilm infection in cystic fibrosis. J. Cyst. Fibros. 17, 143–152 (2018)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  28. Meriläinen L., Herranen A., Schwarzbach A., Gilbert L.: Morphological and biochemical features of Borrelia burgdorferi pleomorphic forms. Microbiology, 161, 516–527 (2015)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  29. Mirani Z.A., Urooj S., Zeesahn F., Kha M.N., Aziz M., Shaikh I.A., Khan A.B.: Role of phenotypic switching in stability and persistence of Pseudomonas aeruginosa biofilms. J. Microbiol. Infect. Dis. 10, 10–17 (2020)
    [CROSSREF]
  30. Müsken M., Klimmek K., Sauer-Heilborn A., Donnert M., Sedlacek L., Suerbaum S., Häussler S.: Towards individualized diagnostics of biofilm-associated infections: a case study. NPJ Biofilms Microbiomes, 28, DOI: 10.1038/s41522-017-0030-5 (2017)
  31. Nagano N., Kawakami Y., Matsumoto T., Tanimoto K., Kashihara M., Nagata M., Honjyo H., Yamamoto K., Takada A., Sugiura T.: Isolation of thymidine-dependent and extended-spectrum-β-lactamase-producing Escherichia coli small-colony variant from urine of a septuagenarian female patient with recurrent cystitis: A case report with genetic investigation. J. Infect. Chemother. 26, 1066–1069 (2020)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  32. Noble S.M., Gianetti B.A., Witchley J.N.: Candida albicans cell type switches and functional plasticity in the mammalian host. Nat. Rev. Microbiol. 15, 96–108 (2017)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  33. Onyango L.A., Hugh Dunstan R., Roberts T.K., Macdonald M.M., Gottfries J.: Phenotypic variants of staphylococci and their underlying population distributions following exposure to stress. Plos One, 8, e77614 (2013)
    [CROSSREF]
  34. Ou J.J.J., Drilling A.J., Cooksley C., Bassiouni A., Kidd S.P., Psaltis A.J., Wormald P.J., Vreugde S.: Reduced innate immune response to a Staphylococcus aureus small colony variant compared to its wild-type parent strain. Front. Cell. Infect. Microbiol. 6, DOI: 10.3389/fcimb.2016.00187 (2016)
  35. Park Y.J., Le Phuong N., Pinto N.A., Kwon M.J., D’Souza R., Byun J.H., Sung H., Yong D.: Urinary tract infection caused by a small colony variant form of capnophilic Escherichia coli leading to misidentification and non-reactions in antimicrobial susceptibility tests. Antimicrob. Resist. Infect. Control. 20, DOI: 10.1186/s13756-018-0438-6 (2018)
  36. Pestrak M.J., Chaney S.B., Eggleston H.C., Dellos-Nolan S., Dixit S., Mathew-Steiner S.S., Roy S., Parsek M.R., Sen Ch.K., Wozniak D.J.: Pseudomonas aeruginosa rugose small colony variants evade host clearance, are hyperinflammatory, and persist in multiple host environments. Plos Pathog. 14, e1006842 (2018)
    [CROSSREF]
  37. Podgórska B., Kędzia D.: From a commensal to a pathogen – two faces of Staphylococcus epidermidis. Post. Mikrobiol. 57, 338–348 (2018)
    [CROSSREF]
  38. Proctor R.A., van Langevelde P., Kristjansson, M., Maslow J.N., Arbeit R.D.: Persistent and relapsing infections associated with small-colony variants of Staphylococcus aureus. Clin Infect Dis. 20, 95–102 (1995)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  39. Proctor R.A., von Eiff C., Kahl B.C., Becker K., McNamara P., Herrmann M., Peters G.: Small colony variants: a pathogenic form of bacteria that facilitates persistent and recurrent infections. Nat. Rev. Microbiol. 4, DOI: 10.1038/nrmicro1384 (2006)
    [CROSSREF]
  40. Riquelme S.A., Wong Fok Lung T., Prince A.: Pulmonary Pathogens Adapt to Immune Signaling Metabolites in the Airway. Front. Immunol. 11, DOI: 10.3389/fimmu.2020.00385 (2020)
    [CROSSREF]
  41. Rit K.: A case report of Small Colony variant of Staphylococcus aureus isolated from a patient with chronic oesteomyelitis in a tertiary care hospital of eastern India. Adv. Biomed. Res. 3, DOI: 10.4103/2277-9175.124683 (2014)
    [PUBMED]
  42. Rudenko N., Golovchenko M., Kybicova K., Vancova M.: Metamorphoses of Lyme disease spirochetes: phenomenon of Borrelia persisters. Parasites Vectors, 12, DOI: 10.1186/s13071-019-3495-7 (2019)
    [CROSSREF]
  43. Schneider M., Muhlemann K., Droz S., Couzinet S., Casaulta C., Zimmerli S.: Clinical characteristics associated with isolation of small-colony variants of Staphylococcus aureus and Pseudomonas aeruginosa from respiratory secretions of patients with cystic fibrosis. J. Clin. Microbiol. 46, 1832–1834 (2008)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  44. She P., Liu Y., Luo Z., Chen L., Zhou L., Hussain Z., Wu Y.: PA2146 Gene knockout is associated with Pseudomonas aeruginosa pathogenicity in macrophage and host immune response. Front. Cell. Infect. Microbiol. 10, DOI: 10.3389/fcimb.2020.559803 (2020)
  45. Stoneham S.M., Cantillon D.M., Waddell S.J., Llewelyn M.J.: Spontaneously occurring small-colony variants of Staphylococcus aureus show enhanced clearance by THP-1 macrophages. Front. Microbiol. 11, DOI: 10.3389/fmicb.2020.01300 (2020)
    [CROSSREF]
  46. Strzelec-Nowak D., Bogut A., Niedźwiadek J., Kozioł-Montewka M., Sikora A.: Mikrobiologiczna diagnostyka zakażeń implantów stawu biodrowego. Post. Mikrobiol. 51, 219–225 (2012)
  47. Szosland-Fałtyn A., Bartodziejska B.: Campylobacter jejuni Kameleon wśród bakterii – formy morfologiczne oraz ich patogenność. Kosmos Problemy Nauk Biologicznych, 67, 591–595 (2018)
  48. Tan N.C., Cooksley C.M., Roscioli E., Drilling A.J., Douglas R., Wormald P.J., Vreugde S.: Small-colony variants and phenotype switching of intracellular Staphylococcus aureus in chronic rhinosinusitis. Allergy, 69, 1364–1371, DOI: 10.1111/all.12457 (2014)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  49. Tande A.J., Osmon D.R., Greenwood-Quaintance K.E., Mabry T.M., Hanssen A.D., Patel R.: Clinical characteristics and outcomes of prosthetic joint infection caused by small colony variant staphylococci. mBio, 30, e01910-14 (2014)
  50. Trafny E.A.: Wewnątrzkomórkowe bakterie względnie chorobotwórcze w zakażeniach górnych dróg oddechowych i ucha. Post. Mikrobiol. 51, 277–290 (2012)
  51. Tuchscherr L., Heitmann V., Hussain M., Viemann D., Roth J., von Eiff Ch., Peters G., Becker K., Lo¨ffler B.: Staphylococcus aureus Small-Colony Variants Are Adapted Phenotypes for Intracellular Persistence. J. Infect. Dis. 202, 1031–1040 (2010)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  52. Tuchscherr L., Lo¨ffler B.: i wsp. Staphylococcus aureus develops increased resistance to antibiotics by forming dynamic small colony variants during chronic osteomyelitis. J. Antimicrob. Chemother. 71, 438–448 (2016)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  53. Tuchscherr L., Löffler B., Proctor R.A.: Persistence of Staphylococcus aureus: multiple metabolic pathways impact the expression of virulence factors in small-colony variants (SCVs). Front. Microbiol. 11, DOI: 10.3389/fmicb.2020.01028 (2020)
    [CROSSREF]
  54. Urbanowicz P., Gniadkowski M.: CIĘŻKOZBROJNY” Pseudomonas aeruginosa: maecahnizmy lekooporności i ich tło genetyczne. Kosmos. Problemy Nauk Biologicznych, 66, 11–29 (2017)
  55. von Eiff Ch., Becker K., Metze D., Lubritz G., Hockmann J., Schwarz T., Peters G.: Intracellular Persistence of Staphylococcus aureus Small-Colony Variants within Keratinocytes: A Cause for Antibiotic Treatment Failure in a Patient with Darier’s Disease.Clin. Infect. Dis. 32, 1643–1647 (2001)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  56. von Eiff Ch., Vaudaux P., Kahl B.C., Lew D., Emler S., Schmidt A., Peters G., Proctor R.A.: Bloodstream infections caused by small-colony variants of coagulase-negative staphylococci following pacemaker implantation. Clin. Infect. Dis. 29, 932–934 (1999)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  57. Wang X., Zheng X., Huang M., Liu L.: A comparative genomic analysis of small-colony variant and wild-type Burkholderia pseudomallei in a patient with bacterial liver abscess. J. Glob. Antimicrob. Res. 21, 16–21 (2020)
    [CROSSREF]
  58. Yagci S., Hascelik G., Dogru D., Ozceli U., Senar B.: Prevalence and genetic diversity of Staphylococcus aureus small-colony variants in cystic fibrosis patients. Clin. Microbiol. Infect. 19, 77–84 (2013)
    [PUBMED] [CROSSREF]

EXTRA FILES

COMMENTS